Der Arbeitskreis Blut des Bundesministeriums für Gesundheit und Soziale Sicherung gibt als nationales Beratungsgremium Stellungnahmen zu neuartigen Erregern ab, bewertet neue Erkenntnisse zu bekannten Erregern und erarbeitet entsprechende Empfehlungen für die Fachöffentlichkeit. Diese Serie von Stellungnahmen zu einzelnen Erregern werden als Zusammenfassung des aktuellen Wissensstandes veröffentlicht, speziell unter transfusionsmedizinisch relevanten Aspekten (Bundesgesundheitsbl., 41, 53, 1998).

Frühere Beiträge befassten sich mit der Creutzfeldt-Jakob-Erkrankung, dem Parvovirus Big und dem GB-Virus Typ C (Hepatitis-G-Virus), (Bundesgesundheitsbl., 41, 78-90,1998), HTLV-I/-II, (Bundesgesundheitsbl., 41, 512, 1998), Yersinia enterocolitica, (Bundesgesundheitsbl., 42, 613, 1999), TT-Virus (Bundesgesundheitsbl., 43, 154-156, 2000), Hepatitis-B-Virus (HBV), (Bundesgesundheitsbl., 43, 240-248, 2000) und Humanes Cytomegalovirus (HCMV), (Bundesgesundheitsbl., 43, 653- 659, 2000), Hepatitis-A-Virus (Bundesgesundheitsbl., 44, 844-850, 2001), Treponema pallidum (Bundesgesundheitsbl., 45, 818-826, 2002), Hepatitis -C-Virus (Bundesgesundheitsbl., 46 -, 712-722, 2003), Humanes Immunschwächevirus (HIV) (Bundesgesundheitsbl., 47, 83-95, 2004), Arboviren - durch Arthropoden übertragbare Viren (Bundesgesundheitsbl., 47, 910-918, 2004), Coxiella burnetii - Erreger des Q-(query) Fiebers (Bundesgesundheitsbl., 48, 814-821, 2005), Variante Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (Bundesgesundheitsbl., 48, 1082-1090, 2005), Influenzaviren (Bundesgesundheitsbl., 50, 1184-1191, 2007),

Arbobakterien (über Arthropoden übertragbare Bakterien) (Bundesgesundheitsbl., 50, 1192-1207, 2007), Hepatitis-E-Virus (Bundesgesundheitsbl., 1, 90-97, 2008) und Malaria (Bundesgesundheitsbl., 2, 236-249, 2008).

Arboprotozoen sind über Arthropoden übertragbare protozoale Infektionserreger. In diesem Beitrag werden nur die Arboprotozoen behandelt, die epidemiologisch relevant über Bluttransfusion übertragen werden können. Es werden wesentliche Eigenschaften und Übertragungsmöglichkeiten für folgende Arboprotozoen beschrieben:

1. Leishmania
2. Trypanosoma brucei gambiense und rhodiense Trypanosoma cruzi
3. Babesia microti bzw. divergens
4. Toxoplasma gondii

Plasmodium sp. wurde gesondert beschrieben [1] .

Infektionserreger wie Giardia lamblia, Dientamoeba sp, Entamoeba sp, Cryptosporidium parvum und Isospora belli sind ebenfalls Protozoen, die den Menschen je nach Region, Nahrungsmittelhygiene und Wasserhygiene befallen, und die ausnahmsweise über Blut übertragen werden [2]. Sie lösen Infektionen des Gastrointestinaltraktes aus und führen gelegentlich zur Penetration von Gewebsschichten, sodass sie nach Phagozytose durch Makrophagen/Monozyten kurzfristig, z.B. wenige Tage bis eine Woche, auch im Blut vorhanden sind. Nach Sistieren der gastrointestinalen Symptomatik sind diese Erreger normalerweise nicht mehr im

Blut vorhanden. Bisher sind Übertragungen durch diese Protozoen in Deutschland nicht berichtet worden, und deshalb werden sie nicht näher abgehandelt. Da akut infizierte Spender für 4 Wochen nach einer Durchfall-Episode von der Blutspende ausgeschlossen werden, ist die Wahrscheinlichkeit einer Übertragung vernachlässigbar gering. Die Möglichkeit einer Übertragung ist dennoch nicht vollständig ausgeschlossen, wie die Berichte von Übertragungen durch Organe und Stammzellen zeigen [3].

Die 3 klinischen Krankheitsbilder der Malaria und die Übertragung der 4 Plasmodienarten (R falciparum, R ovale, R vivax und R malariae) durch Blut sind bereits durch die Untergruppe des Arbeitskreises Blut beschrieben [1] und werden deswegen in dieser Zusammenstellung nicht weiter behandelt. Plasmodien haben sich so an den Menschen adaptiert, dass sie nicht auf eine andere Spezies (seltene Ausnahme Schimpanse) und umgekehrt übertragen werden können. Sie sind also - im Gegensatz zu den hier behandelten Erregern - keine Zoonose.

Die im Folgenden aufgeführten Protozoen sind auch unter Tieren weit verbreitet und definitionsgemäß typische Erreger von Zoonosen und somit nicht ausrottbar. Die Verminderung der Übertragung erfolgt vorzugsweise über Fernhalten und Bekämpfung des Vektors oder des Vehikels. Versuche, einen protektiven Impfstoff gegen diese Protozoen zu entwickeln, haben bisher nicht zum Erfolg geführt und werden sich auch zukünftig wegen der großen Variabilität der Oberflächenantigene der Protozoen als schwierig erweisen. In diesem Zusammenhang sollte auch an eine Übertragung einer Protozoen-Infektion, wie oben erwähnt mit Ausnahme von Malaria, durch Haustiere gedacht werden (Tabelle 1).

Tabelle 1: Protozoale Infektionserreger: Übertragungsweg, Krankheitsbild und geographische Verbreitung

A Leishmania sp.

A 1 Wissensstand über den Erreger

Diese Protozoen sind 1903 von Leishman und Donovan charakterisiert worden. Leishmanien sind in den Tropen und Subtropen-Zonen weltweit verbreitet, und Hinweise auf verstümmelnde Gesichtsinfektionen finden sich an über 1000 Jahre alten Tongefäßen in Mittelamerika und auf Bildern der spanischen Eroberer aus dem 16. Jahrhundert [4] 1911 fand Gaspar Vianna den Unterschied im Vermehrungszyklus zwischen Leishmania der Neuen und der Alten Welt heraus. Die Leishmaniose der Alten Welt wurde etwa 1500 AD beschrieben [4] in einer Region, die dem heutigen Afghanistan und dem Mittleren Osten entspricht. Zum ersten Mal wurde der Erreger Leishmania von dem russischen Militärarzt Borovsky 1898 in einer Hautwunde beschrieben [5].

Leishmanien gehören zur Familie der Trypanosomatiden in die Ordnung der Kinetoplastiden und sind von der Evolution her wahrscheinlich Milliarde Jahre alt.

Etwa 350 Millionen Menschen sind von Leishmania bedroht [6], etwa 12 Millionen haben chronische Krankheitssymptome. Etwa 90 % aller Fälle von viszeraler Leishmaniose treten im östlichen Indien und in Bangladesh, im Sudan und in Brasilien auf Etwa 90 % der Fälle von kutaner Leishmaniose treten in den Ländern des Mittleren Ostens, in Afghanistan bis Zentralasien und Lateinamerika bis Peru auf und etwa 90 % der Fälle von mukokutaner Leishmaniose in Brasilien, Bolivien und Peru. Der Genus Leishmania wird in die Subgenera Leishmania (weltweit verbreitet) und Viannia (nur in Amerika verbreitet) unterschieden. Viannia hat einen etwas unterschiedlichen Vermehrungszyklus im Vektor. Die Klassifikation der Leishmanien ist nicht abgeschlossen. Verschiedene Leishmania species können klinisch sich überlappende Krankheitssymptome verursachen. Bedeutende Leishmanien sind: L. donovani, L. infantum, L. major, L. chagasi, L. amazonensis, L. brasiliana, L. mexicana, L. peruviana und andere.

Abb. 1: Leishmania. Promastigoten mit polständiger Geißel, Tricon-Färbung. Originalpräparat aus dem Tropeninstitut der Ludwig-Maximilians-Universität München, Prof. Löscher

Abb. 2: Leishmania Geißellose Amastigoten, Tricon-Färbung. Originalpräparat aus dem Tropeninstitut der Ludwig-Maximilians-Universität München, Prof. Löscher

A 1.1 Erregereigenschaften

In Abhängigkeit vom Vermehrungsorgan oder Wirt haben die diploiden Leishmanien eine Geißel (Promastigoten) oder keine (Amastigoten), wenn sie z.B. in den Zellen des Retikuloendothelial-Systems von Säugern wachsen. Leishmanien penetrieren aktiv die Zellwand und vermehren sich dort. Sie werden über den Blutsaugakt von Sandfliegen der Spezies Phlebotomus in Europa und Asien und Lutzomyia beider Amerikas [7] in den Vektor aufgenommen, in deren Darm sie sich vermehren, um sich dann im Vorderdarm anzusammeln und mit dem Stich in die Haut des Säugers injiziert zu werden.

A 1.1.1 Aufbau

Leishmanien haben eine Länge von etwa 2-3 µm und sind 0,7-1 µm breit. Sie tragen als Promastigoten eine polständige Geißel von 2-3 µm Länge, wenn sie sich im Vektor befinden (Abb. 1) und wandeln sich um in den länglichen bis runden, geißellosen Amastigoten (3-5 µm), wenn sie sich in menschlichen Makrophagen oder anderen Zellen befinden (Abb. 2). Der Zellkörper zeigt einen großen Kern und einen Kinetoplasten. Die Geißel des Amastigoten verbleibt in der Zellmembran. Über die Trichrom-, Giemsa- und Hämatoxylin-Eosin-Färbung sind Leishmanien anfärbbar.

A 1.1.2 Vermehrung

Eine sexuelle Vermehrungsphase ist bei Leishmanien bisher nicht beschrieben worden. Beim Menschen vermehrt sich Leishmania nach einer Inkubationszeit von ca. 10 Tagen in Makrophagen oder anderen mononuldeären Zellen, Langerhans- und dendritischen Zellen der Haut, Kupffer-Zellen der Leber durch Teilung innerhalb der sauren parasitophoren Vakuole. Durch Zelltod werden Amastigoten freigesetzt, die weitere Zellen infizieren.

A 1.2 Infektion und Infektionskrankheit

Viszerale Leishmaniose, synonym Kala Azar. Nach dem Stich der Sandfliege werden die Promastigoten durch Makrophagen aufgenommen und vermehren sich intrazellulär. Auf der Haut verbleibt an der Einstichstelle eine Papel, durch Einwanderung von Leukozyten kommt es zur Schwellung. Von der Einstichstelle aus kommt es zur generellen Aussaat mit Lymphadenopathie und zur progressiven Milz- und Leberschwellung. Je nach Immunantwort resultiert ein Überwinden der Infektion, chronischer Verlauf oder tödlicher Ausgang.

Kutane Leishmaniose. Typische klinische Bilder sind die Orient- oder Aleppo-Beule im Vorderen Orient und die kutane, warzenförmige Leishmaniose in Südamerika. Nach dem Stich vermehren sich die Amastigoten innerhalb der Langerhanszellen der Haut. Nachfolgend wandern Leukozyten ein, der Randwall der Einstichstelle schwillt auf, es bildet sich eine Papel und schließlich nach Wochen ein Ulkus mit weißem Fibringrund. Teilweise sehen die Läsionen aus wie bei Lepra. Nach Abheilen des Ulkus kann es zu Rezidiven kommen, da Amastigoten in einigen Zellen persistieren und sporadisch freigesetzt werden können. Infizierte fallen auf durch lang andauerndes Fieber, Gewichtsverlust, Müdigkeit, Abgeschlagenheit und Hepatosplenomegalie. Laborchemisch finden sich Anämie, Leukopenie und Hypergammaglobulinämie.

A 1.3 Epidemiologie

Leishmania ist in den subtropischen Regionen der Welt verbreitet, in denen sich auch der Hauptvektor Sandfliege (Phlebotomus und Lutzomyia) findet und Habitate für seine Vermehrung wie das geeignete Wild- und Nutztier-Reservoir vorhanden sind (Abb. 3). Schlechte hygienische Verhältnisse fördern zusätzlich die Verbreitung des Vektors. Neben der Übertragung durch die Vektoren Sandfliegen, Bremsen und Zecken kann Leishmania auch parenteral durch Bluttransfusion, Nadelstichverletzung und beim intravenösen (i.v.) Drogenkonsum übertragen werden.

Abb.3 Weltweite Verbreitung von Leishmania sp., entsprechend den im Jahr 2008 allgemein zugänglichen Informationen

L. donovani ist im östlichen Indien, in Bangladesh, in Ostafrika (besonders im Sudan und Kenia) und im gesamten mediterranen Raum verbreitet und führt zur viszeralen Form der Leishmaniose (Kala Azar). Bei chronischem Verlauf, besonders wenn die Erstinfektion bei Kindern erfolgt, ist auch die Haut befallen, und bei Stich und nachfolgender Blutaufnahme werden die Vektoren infiziert. Tierreservoire sind Rind, Hund, Katze, Ratte, Maus und weitere Kleintiere. Eine ähnliche Verbreitung wie L. donovani hat L. aethiopica. Doppelinfektionen mit verschiedenen Leishmania-Spezies sind beschrieben.

In der Golfregion Arabiens haben sich US-amerikanische Soldaten während des Golfkrieges mit Leishmania tropica infiziert [8], Infektionen von Soldaten aus dem Irak und Afghanistan sind bekannt [9]. Leishmania-Übertragung über Bluttransfusion ist in Deutschland bisher nicht berichtet worden.

L. infantum/L. chagasi hat in ländlichen Regionen von Brasilien regional begrenzte Epidemien ausgelöst. L. peruviana löst eher die kutane Form der Leishmaniose aus, wie die weiteren dort verbreiteten Spezies von L. mexicana, amazoniensis und brasiliensis. L. brasiliensis ist auch für die mukokutane Form verantwortlich, die als Espundia bezeichnet wird und Entzündungen und Ulzera auslöst, die bis zu 6 Jahre bestehen können.

Viszerale Leishmaniose wurde bei Patienten mit HIV-Immunschwäche in der Schweiz beobachtet hol, auch bei einigen Patienten in Spanien [11]. Bis Ende 1995 wurden der WHO 734 AIDS-Patienten mit Leishmaniose aus Frankreich, Italien, Portugal und Spanien gemeldet [33]. Weiterhin ist eine hohe Zahl von Leishmania- und HIV-Koinfizierten aus Brasilien, Äthiopien und Indien über WHO-Studien bekannt [12].

Eine chronische Infektion wurde in Deutschland bei einem Patienten mit erythematösen, infiltrativen Plaques nachgewiesen [13], bei 42 Patienten, die in den Jahren 2001-2004 [14] und bei 58 Patienten, die im Raum Berlin von 2000-2002 untersucht wurden [15]. Unter den 58 Patienten in Berlin waren 48 Deutsche, die ihre Infektion als Touristen in den folgenden Ländern erworben hatten: in Europa (Frankreich, Italien, Malta und Spanien), in Amerika (Brasilien, Bolivien, Ecuador, Französisch Guayana und Peru), in Asien (Afghanistan, Arabische Emirate, Syrien und Türkei) und in Afrika (Ägypten, Kenia und Libyen). Die Daten zeigen, dass auch in Deutschland Leishmania vorhanden ist, aber bisher endogene Übertragungen in Deutschland nicht beschrieben worden sind. Bei einem Fall einer viszeralen Leishmaniose bei einem Kind, welches nicht in einer endemischen Region war, ist die Leishmania-Übertragung in Deutschland nicht auszuschließen [16]. Bei 130 importierten Leishmania-Infektionen in Deutschland betrug die mittlere Zeit vom Auftreten von Symptomen bis zur Diagnose 3-4 Monate [17].

A 1.4 Nachweismethoden und Aussagekraft

Erregernachweis

1. Mikroskopie: Amastigoten (Abb. 2) lassen sich in Gewebe, Tupfpräparaten des Ulkus, angereicherten mononuldeären Zellen des Blutes und Knochenmarkszellen nachweisen.
2. Kultur: Leishmanien können durch Kultur in Novy-, Mac Neal- und Nicoll-Medium (NNN) aus Gewebe angezüchtet werden [in Die Isolierung erfolgt aus peripheren, mononuldeären Blutzellen (PBMC), die über Gradientenzentrifugation aus Blut angereichert für Monate in Kultur gehalten werden [19].
3. NAT (nucleic acid testing): Für den Nachweis im Blut wird Kinetoplasten DNA aus PBMC (Periphere Blut Mononuldeäre Zellen) verwendet [20]. Dazu wurde eine Duplex-PCR entwickelt [21] oder eine realtime PCR adaptiert [22, 23]. Eine Sensitivität von Parasiten pro 8 µl Blut kann erreicht werden, wobei je nach Patient die Parasitämie zwischen 32 und 188.000 Parasiten pro ml Blut schwanken kann [22].

Auch über die DNA der Glucose-6-Phosphat-Dehydrogenase des Erregers kann Leishmania nachgewiesen werden [24]. Dieser Test eignet sich besonders für den Nachweis von Viannia-Spezies, die in Brasilien zirkulieren. Eine realtime PCR wurde entwickelt, welche im Cytochrom b-Gen von Leishmania lokalisiert ist, mit der auch gleichzeitig die Leishmania-Spezies erkannt werden kann [25]. Eine PCR, die die "minicircles" in Kinetoplasten amplifiziert und gleichzeitig die Zuordnung der Leishmanien nach geographischen Regionen zulässt, ist 2008 beschrieben worden [26]. Die Sensitivität lag bei 5 Parasiten pro ml Blut.

Antikörpernachweis

Der Nachweis von Antikörpern belegt die immunologische Auseinandersetzung mit Leishmania und bedeutet nicht automatisch ein Überwinden der Infektion.

1. ELISA sind als inhouse- und kommerzielle Teste verfügbar mit einer Sensitivität von etwa 93 %. Die Möglichkeit von falsch positiven Ergebnissen besteht durch kreuzreagierende Antikörper gegen Mycobacterium leprae und Trypanosoma [27].
2. Westernblot: In Speziallabors können Westernblot-Streifen hergestellt werden, wobei die Reaktion mit Proteinen mit den Molekulargewichten 40, 18 und 14,4 kD besondere Aussagekraft haben [20, 28].

A 2 Blut- und Plasmaspender

Auch nach kutaner Inokulation und Manifestation der Primärinfektion kann es, wie in Mäusen gezeigt, zur Parasitämie kommen.

Leishmania bleibt bis zu 25 Tage nach Abnahme in einer Blutkonserve vermehrungsfähig. Vermehrungsfähige Leishmanien können auch in Erythrozytenkonzentraten und Thrombozytenkonzentraten nachgewiesen werden, nicht jedoch in gefrorenem Frischplasma (GFP) [8].

A 2.1 Prävalenz und Inzidenz bei Spenderkollektiven

Unter 565 Blutspendern in Südfrankreich waren 76 seropositiv, unter diesen konnte bei 9 über PCR und Kultur Leishmania infantum nachgewiesen werden, was einer Prävalenz von 1,2 % entspricht. Diese Untersuchung zeigt, dass L. infantum mit undulierender Parasitämie periodisch in exponierten, aber gesunden seropositiven Blutspendern auftreten kann [20].

A 2.2 Definition von Ausschlusskriterien

Zum Ausschluss potenziell infektiöser Spender gelten die allgemeinen Ausschlusskriterien für Blutspender nach den Richtlinien der Bundesärztekammer und des Paul-Ehrlich-Instituts [29, 30].

Spezifische Ausschlusskriterien zur Verhinderung der Übertragung von Leishmania mussten bis jetzt für Deutschland nicht definiert werden. Eine zeitliche Rückstellung nach Aufenthalt in endemischen Regionen mit Sandfliegen-Exposition wäre denkbar. In Betracht zu ziehen ist auch eine Rückstellung von Personen, welche sich für längere Zeit in Leishmania-Endemiegebieten wie z.B. im Kosovo oder in Afghanistan aufgehalten haben.

In Spanien, welches von der Leishmaniose eher betroffen ist als Deutschland, werden außer der Rückstellung nach Reisen in Malaria-, HTLV-1- und Chagas-Endemiegebiete keine weiteren für Leishmania spezifischen Rückstellkriterien angewendet. Es wird nicht auf Leishmanien getestet, da die dort obligatorische Leukozytendepletion als geeignete Präventionsmaßnahme angesehen wird. Jedoch werden Spender, die in einer endemischen Region gewesen sind, in Spanien und Italien für 6 Monate von der Spende zurückgestellt [31].

A 2.3 Spendertestung und Aussagekraft

Ein Screeningtest auf Antikörper bei Blut- und Blutkomponenten-Spendern wird derzeit in Deutschland nicht durchgeführt. Wie unter A 1.4 beschrieben, ist bei ELISA-Tests mit einer Sensitivität von etwa 93 % zu rechnen. Die epidemiologische Situation von wenigen jährlichen Leishmania-Infektionen, die aus Endemieländern importiert wurden, rechtfertigt derzeit ein allgemeines Testen auf Leishmania-Antikörper nicht.

Der Nachweis von Leishmania im Blut über die NAT ist möglich, die Sensitivität der NAT steigt, wenn mononuldeäre Zellen des Blutes verwendet werden (siehe A 1.4) Die NAT wird zurzeit aufgrund der epidemiologischen Situation mit nur Einzelfällen einer klinischen Manifestation in der Normalbevölkerung und des Fehlens dokumentierter Fälle von Übertragungen über eine Blutspende in Deutschland nicht durchgeführt.

A 2.4 Spezifische Spenderbefragung

Eine Befragung von Spendern nach Aufenthalt in endemischen Regionen oder nach Stichen von Phlebotomus im mediterranen Raum oder von Lutzomyia in Mittel- und Südamerika findet nicht statt. Ein Ausschluss für 6 Monate erfolgt jedoch, wenn Leishmania- und Malariagebiete überlappen.

A 2.5 Spenderinformation und -beratung

Eine Spenderinformation bezüglich Leishmania und der Möglichkeit der Leishmania-Übertragung, sowie eine Beratung über Krankheitsbild und chronischen Verlauf finden nicht statt.

A 3 Empfänger

A 3.1 Prävalenz und Inzidenz von blutassoziierten Infektionen und Infektionskrankheiten bei Empfängerkollektiven

Zur Prävalenz und Inzidenz von Leishmania in Empfängern von Blut und Blutprodukten in Deutschland werden keine Untersuchungen durchgeführt.

A 3.2 Abwehrlage (Resistenz, vorhandene Immunität, Immunreaktivität, Alter, exogene Faktoren)

Auch bei guter Abwehrlage können Leishmanien übertragen werden, und die Infektion kann wie unter A 1.2 beschrieben teils überwunden werden. Es ist mit einer klinisch sichtbaren Abwehrreaktion nach ca. 3 Wochen zu rechnen. Besonders schwere Krankheitsbilder bilden sich bei Immunschwäche, wie z.B. AIDS, aus [32, 33].

A 3.3 Schweregrad und Verlauf der Erkrankung

Wie unter A 1.2 beschrieben, kann die Infektion spontan überwunden werden oder in die chronische Form mit kutaner oder viszeraler Manifestation übergehen, abhängig von der Inokulationsdosis, der Leishmania-Spezies, der initialen Abwehrreaktion und der durchgeführten Therapie. Die unbehandelte Leishmaniose kann tödlich verlaufen.

A 3.4 Therapie und Prophylaxe

Liposomales Amphotericin B (Ambisome) hat sich als Mittel der Wahl bei der Behandlung der viszeralen Leishmaniose erwiesen. Es wird wöchentlich einmal über 4 Wochen appliziert, bei Immunschwäche über 6 Wochen. Gegen pentavalentes Antimon sind in Indien ca. 40 % der Leishmanien resistent. Eine neuere, gut wirksame Substanz ist Miltefosin (Impavido), welches auch gegen die kutane Leishmaniose eingesetzt wird und ambulant gegeben werden kann [34]. An der Einstichstelle kann nach Ausbildung des Ulkus lokal mit 15 % Paromomycin und 12% Methylbenzetoniumchlorid behandelt werden. Zur Behandlung der viszeralen Leishmaniose in Indien kann auch Miltefosin erfolgreich eingesetzt werden [35].

Für die Behandlung der kutanen Leishmaniose kann auch die Kombination von Imiquimod und Meglumin-Antimoniat erfolgreich verwendet werden [36]. Pentamidin, welches als Zweit-Reihe-Medikament zur Verfügung steht, wird über den ABC-Transporter aus Amastigoten eliminiert [37]. Eine bessere Wirkung von Meglumin-Antimoniat könnte dessen Verpackung in Liposomen haben [38].

Zur Prophylaxe stehen 3 Wege zur Verfügung:

1. Mechanischer Schutz vor den Stechattacken der Sandfliege,
2. Eradikation des Vektors durch Insektizide in Regionen mit besonders dichtem Befall und
3. Sanierung der Viehbestände und Haustiere durch regelgerechte Therapie oder Elimination infizierter Tiere. Überprüfen des Importes von lebenden Tieren, besonders Hunden, aus Endemiegebieten.

Eine medikamentöse Prophylaxe oder Impfung steht nicht zur Verfügung.

A 3.5 Übertragbarkeit

Wie unter A 1.2 beschrieben, kann Leishmania bis zu 25 Tage nach Abnahme in der Blutkonserve infektionsfähig bleiben, folglich ist Übertragbarkeit über Blut und Blutprodukte gegeben. Elf Übertragungen über Transfusion wurden berichtet [39], zusätzlich 32 über Hämodialyse in Brasilien (40]. Eine Menschzu-Mensch-Übertragung durch soziale Kontakte ist nicht beschrieben worden, bekannte Vektoren sind Phlebotomus, Tabaniden und Lutzomyia.

Die erste mögliche Laborinfektion fand 1930 in China statt. Über die erste bewiesene Laborinfektion mit Leishmania donovani wurde 195o berichtet [41]. Insgesamt sind 12 Laborübertragungen mit Leishmania publiziert, davon 6 in USA, 3 in Lateinamerika und je eine in Asien, Kanada und Europa [42]. Über die Hälfte der beschriebenen Infektionen trat nach parenteraler Inokulation auf. Bei Beachten entsprechender Vorsichtsmaßnahmen sind diese Übertragungen vermeidbar.

A 3.6 Häufigkeit der Applikation sowie Art und Menge der Blutprodukte

Leishmanien sind in Leukozyten angereichert [43], sie können über Erythrozyten-, Granulozyten- und Thrombozytenkonzentrate übertragen werden. Aufgrund der niedrigen Prävalenz und Inzidenz in Deutschland sind Art und Menge der Blutprodukte nicht von Bedeutung.

A 4 Blutprodukte

A 4.1 Belastung des Ausgangsmaterials und Testmethoden

Leishmania kann über Blut und Blutprodukte übertragen werden, was in endemischen Regionen nachgewiesen wurde [9, 20]. In einem beschriebenen Fall führte die Übertragung der Infektion durch Blut von einem asymptomatischen Träger auf ein Neugeborenes innerhalb eines Monats zu Fieber und Hepatosplenomegalie und nach 7 Monaten zum Tod des Säuglings [39]. Auch Thrombozytenkonzentrat kann Leishmania übertragen, die zur viszeralen Form führte, wie ein Bericht aus Indien zeigt [44].

A 4.2 Möglichkeiten zur Abtrennung und Inaktivierung von Infektionserregern

Da Leishmania zellgebunden ist, können alle zellhaltigen, kontaminierten Blutprodukte Leishmania übertragen [8]. Die Leukozytendepletion kann die Belastung um 3-4 log₁₀ Stufen vermindern, wenn sie zeitnah zur Abnahme stattfindet [43, 45]. Bei Verwenden von sterilfiltriertem Plasma ist Leishmania ohne Bedeutung, da der Erreger im Filter zurückgehalten wird [43]. Bei der Fraktionierung von Plasma zur Herstellung von z.B. Gerinnungsfaktoren und Immunglobulin werden Leishmanien eliminiert und/oder inaktiviert.

Über DNA interkalierende Photoaktivatoren wie Thiopyrilium kann Leishmania nach Lichtbestrahlung um mehr als 5,7 log₁₀ TCID₅₀ inaktiviert werden [46]. Inaktivierung ist ebenfalls möglich durch Behandlung mit Psoralen und UV-Licht, wobei 4 log₁₀ reduziert wurden [47]; und mit Riboflavin und UV-Licht, wobei eine Reduktion von etwa 5 log₁₀ in Plasma und Thrombozytenkonzentraten erreicht wurde [48].

Leishmanien werden durch Sterilfiltration vollständig entfernt und haben daher keine Bedeutung für Plasmaderivate.

A 4.3 Praktikabilität und Validierbarkeit der Verfahren zur Eliminierung/Inaktivierung von Infektionserregern

Nachdem Leishmania in Kultur und Zenkultur vermehrt sowie das Agens über die PCR identifiziert und quantifiziert werden kann, sind Speik-Experimente durch externe Kontamination möglich und wurden durchgeführt [43]. Filtration über Leukozytenfilter kann Promastigoten in Plasma bis zu 6-8 log₁₀ abreichern; Filtration von Erythrozytenkonzentraten nach 2 Wochen Lagerung führte zu einer Reduktion von bis zu 4 Die Reduktion von freien Promastigoten und Amastigoten wird auf deren negative Oberflächenladung und Adsorption an die Filtermatrix zurückgeführt [49].

A 5 Bewertung

Bei Reisen in endemischen Regionen und Stichen der Vektoren werden auch Personen, die in Deutschland leben, mit Leishmania infiziert. Der wesentliche Vektor des Mittelmeerraumes (Phlebotomus) oder der amerikanischen Region (Lutzomyia) wurde vereinzelt in Deutschland nachgewiesen. Es fehlt jedoch bislang das hoch durchseuchte Tierreservoir, über welches der Vektor infiziert wird. Personen mit chronischer Leishmaniose werden aufgrund ihres reduzierten Allgemeinzustandes, teils mit Fieber und Anämie, von der Spende ohnehin permanent ausgeschlossen. Spender mit nachgewiesener Leishmaniose, ob kutan oder viszeral, sind permanent von der Blutspende auszuschließen [9, 50].

In Deutschland ist das Risiko der Übertragung von Leishmania über Blut sehr gering, über Plasmaprodukte nicht vorhanden, und rechtfertigt derzeit nicht die Einführung einer Testung, sei es über den Antikörpertest oder die NAT. Trotzdem sollte die epidemiologische Entwicklung in Deutschland hinsichtlich Erreger und Vektor beobachtet werden.

B Trypanosoma

B 1 Wissensstand über den Erreger

Anfang des 20. Jahrhunderts hat Carlos Chagas in Brasilien die amerikanische Trypanosomiasis beschrieben [51]. Er fand auch den Übertragungsmechanismus der Trypanosomen über Raubwanzen heraus und übertrug die Trypanosomen aus dem Blut infizierter Patienten auf Meerschweinchen und Affen [52]. Der Erreger wurde von Oswaldo Cruz identifiziert. Von der Chagas-Krankheit sind etwa 18 Millionen Menschen betroffen [4].

Die afrikanische Trypanosomiasis wurde erstmals 1721 von John Atkin und dann 1803 von Thomas Winterbottom beschrieben [4, 53]. 1881 fand Griffith Evans Trypanosomen im Blut von an Surra-Krankheit erkrankten Pferden und Dromedaren, 1894 fand David Bruce sie bei einem Ausbruch der Nagana-Krankheit von Rindern in Südafrika, und 1891 identifizierte Gustave Nepveu sie in menschlichem Blut von erkrankten Jägern [54].

Der Genus Trypanosoma besteht aus etwa 20 Spezies, von denen 2 oder 3 humanpathogen sind [55]. Trypanosoma cruzi, welches auch als Schizotrypanum cruzi bezeichnet wurde, ist von Mexiko bis Mitte Argentinien und Chile verbreitet, Trypanosoma brucei gambiense in West- und Zentralafrika und Trypanosoma brucei rhodesiense in Ostafrika. Überträger von T. cruzi ist die Raubwanze (Triatoma infestans) und andere Wanzen; Überträger von T. brucei die Tsetse-Fliege. Amerikanische Trypanosomen lösen die Chagas-Krankheit aus, afrikanische die Schlaf- krankheit. Beide Krankheiten sind Zoonosen, wobei für T. cruzi die Haustiere Armadillo (Gürteltier) und Opossum Hauptwirte sind und unter den Invertebraten Triatoma. Wirte für T. brucei sind Wildtiere wie Antilopen, Gazellen und Buschbock, und Haustiere vom Hund bis zum Rind; unter den Nichtvertebraten ist bisher nur die Tsetse-Fliege bekannt.

B 1.1 Erregereigenschaften Entsprechend ihrer Vermehrung im Vektor werden Trypanosomen in 2 Klassen unterschieden:

Stercoraria. Im Menschen bildet sich ein Amastigot, dessen Entwicklung im Enddarm des Vektors, z.B. Triatoma, beendet wird. Beispiel ist T. cruzi. Die aufgenommenen Amastigoten vermehren sich im Mitteldarm von Triatoma als Epimastigoten, die eine Geißel tragen, und schließlich als reife Trypomastigoten mit den Faeces ausgeschieden werden.

Salivaria. Das Trypomastigoten-Stadium findet sich in Mensch und Vektor, aber die Entwicklung wird im Vektor (Glossina) in der Speicheldrüse beendet. Beispiel ist T brucei. Beim kurzen Weg penetrieren die Trypanosomen vom Mitteldarm in die Speicheldrüse. Beim klassischen Weg werden die Erreger bis zum Ende des Darms transportiert, penetrieren in den ektiperitrophen Raum und wandern innerhalb von 10-20 Tagen zum vorderen Ende des Mitteldarms, von wo sie in den Hyopharynx penetrieren und dann die Speicheldrüse infizieren.

Abb. 4: Blutausstrich einer mit Trypanosomen infizierten Maus, May-Grünwald-Giemsa gefärbt. In dieser Darstellung sind T. cruzi und T. brucei nicht zu unterscheiden. Präparat aus dem Friedrich-Löffler-Institut für Medizinische Mikrobiologie, Universitätsklinikum Greifswald

Trypomastigoten bewegen sich in Körperflüssigkeiten wie Blut. Sie sind etwa 10 µm lang, 3 µm breit, tragen eine 10 µm lange Geißel, die über ein Pterygium am Körper befestigt ist. Intrazellulär liegen ein großer Nukleus, Kinetoplast, zytoplasmatische Granula und die üblichen Zellorganellen (Abb. 4). Der Kinetoplast ist ein komplexes DNA-haltiges Mitochondrion, welches den gesamten Körper bei T. brucei durchspannt. Nur T. cruzi vermehrt sich im Menschen intrazellulär als Amastigot, wie bei Leishmania beschrieben. T. brucei hat keine intrazelluläre Form und zirkuliert als Trypomastigot in Blut und Gewebeflüssigkeiten. Trypanosomen können auf der Oberfläche viele verschiedene Proteine exprimieren, sodass sie z.B. nach Zellpassage das Immunsystem unterlaufen.

B 1.2 Infektion und Infektionskrankheit

T. cruzi. Nach Einreiben der im Kot der Wanze vorhandenen Trypomastigoten in die Haut erfolgt deren Vermehrung und Verbreitung im Körper. Lokal bildet sich ein Chagom aus, bestehend aus einem Ödem und entzündlicher Zellinfiltration. Zusammen mit einer wenig schmerzhaften Schwellung von Periorbita und Lid wird dieses Bild als Romaria-Zeichen bezeichnet. In den lokalen Muskel- und Gewebszellen finden sich Trypomastigoten und Amastigoten. Die befallene Zelle wird lysiert und die Trypanosomen freigesetzt.

Abb. 5: Verbreitung von Trypanosome cruzi in Südamerika und Trypanosoma brucei in Afrika, entsprechend den im Jahr 2008 allgemein zugänglichen Informationen

Im Gewebe können sich Pseudzysten ausbilden, die voll von Amastigoten sind. Eine lymphozytäre Infiltration ist sehr häufig vorhanden. Wird der Herzmuskel befallen, entstehen Nekrosen, die abhängig vom Ausmaß einen akuten Herztod oder chronische Herzmuskelbeschwerden auslösen können. Eine weitere Komplikation entsteht bei Befall des Reizleitungssystems des Herzens und der assoziierten Ganglien im Plexus.

Etwa 10-30 % der Infizierten entwickeln die Chagas-Krankheit, die chronisch verläuft. Der Herzmuskel ist dabei das am meisten betroffene Organ. Plötzlicher Herztod bei jungen Erwachsenen kann auf die Infektion des Herzmuskels und Lyse der Muskelzellen durch T. cruzi zurückzuführen sein. Rhythmusstörungen bei Befall sind häufig. Weitere typische Symptome sind Megakolon, Megaoesophagus, deren Lumen über cm geweitet sein können, durch Lähmung der Nerven des Plexus myentericus. Im befallenen Gewebe findet sich eine starke lymphozytäre Infiltration.

Allgemeine Zeichen der Infektion sind Fieber und Abgeschlagenheit, Anorexie, Lymphadenopathie und geringe Hepatosplenomegalie. Eine Meningoenzephalitis ist selten. Nach der akuten Krankheit schließt sich die Intermediärphase an, in der hohe Antikörpertiter gegen T. cruzi vorhanden sind. Nach Jahren oder Dekaden folgt die chronisch symptomatische Chagas-Krankheit mit Befall von inneren Organen, Herzrhythmusstörungen und Thromboembolien mit möglichem Tod innerhalb von Monaten bis Jahren. Auch bei asymptomatischem Verlauf führt eine Immunsuppression zur Reaktivierung der Trypanosomenvermehrung mit generellem Organbefall und schließlich Tod.

T. brucei. Etwa 300 Trypanosomen bilden eine humaninfektiöse Dosis [56]. Nach Stich der Tsetse-Fliege erfolgt Vermehrung im lokalen Gewebe, in das Entzündungszellen einwandern. Die lokalen Lymphknoten schwellen und werden schließlich fibrotisch. Es folgen Hepatosplenomegalie, Befall von Herzmuskel, Nieren, Knochenmark und auch der Haut. Es bildet sich eine Anämie aus, durch vermehrte Lyse der Erythrozyten, die mit Komponenten von Trypanosoma beladen sind. Bei Thrombozytopenie treten Blutungen auf. Typisch ist der Befall des Zentralnervensystems, der anfänglich den Arachnoidalraum und die Ventrikel betrifft, und dann den gesamten Flüssigkeitsraum. Der Liquor cerebrospinalis ist proteinreich, zellreich mit mononuldeären Zellen und den besonderen Morula (sog. Marshalko)-Zellen.

Die Inkubationszeit beträgt 5 Tage bis 3 Wochen, bis sich ein lokaler Entzündungsherd ausbildet. Bis das Hirn befallen ist, vergehen bei T. brucei gambiense 1-2 Jahre, bei T. brucei rhodiense 3-6 Monate. Spontanes Abheilen ist möglich.

Allgemeine Zeichen sind wie oben beschrieben Fieber, Lymphadenopathie, Ödeme, Myokarditis und Neuralgien. Die Krankheit mit zunehmender Apathie und Persönlichkeitsverfall endet ohne Therapie bei chronischer Meningoenzephalitis in der Schlafkrankheit, mit anfangs nur mentalem Verfall, gefolgt von Manie, Hemiplegie und schließlich Tod.

B 1.3 Epidemiologie

T. cruzi. Blutsaugende Raubwanzen sind die Überträger, die sich in Fugen von Mauerwerk, besonders bei Lehmziegeln oder Spalten von Baumrinden besonders in ländlichen Regionen vermehren. Viele Wildtiere sind Wirte. In diesen und auch im Menschen vermehren sich die Trypanosomen intrazellulär als Amastigoten, werden von den Wanzen mit der Blutmahlzeit aufgenommen, reifen im Enddarm heran (Epimastigoten) und werden mit dem Kot bei der Blutmahlzeit ausgeschieden (Trypomastigoten). Eintritt in den Körper erfolgt meist über kleine Hautläsionen, über Konjunktiva oder Schleimhaut beim Verschmieren des Wanzenkots, der starken Juckreiz auslöst. Viele Körperzellen werden befallen, in denen sich erneut die Amastigoten bilden. Der Mensch ist ein nicht notwendiger Wirt im Infektionskreislauf.

Entsprechend dem Wildtierreservoir und dem Habitat für die Entwicklung von Triatoma ist T. cruzi zwischen dem Süden der USA und Argentinien clusterförmig verteilt (Abb. 5). Über 150 Tierarten sind beschrieben worden, in denen sich T. cruzi vermehrt, teils werden sie infiziert, wenn sie die Raubwanzen fressen, z.B. Armadillo.

Vektoren für die Übertragung von T. cruzi auf den Menschen sind Triatoma infestans (Abb. 6) und Rhodnius prolixius, weniger Panstrongylus megistus, die in ländlichen Gebieten verbreitet sind und vor allem nachts stechen. Deswegen sind Kinder in Regionen mit einfacher Hygiene, die von Triatoma im Schlaf gestochen werden, besonders häufig betroffen (siehe Romaria-Zeichen unter B 1.2).

Abb.6 Raubwanze der Gattung Triatoma, die ein Vektor zur Übertragung von T. cruzi ist. Gezeigt sind (links) die Eier, dann die Nymphenstadien und (rechts) die adulte Wanze, im Größenvergleich zu einem Euro. Präparat aus dem Institute de Investigaciones en Ciencias de Salud, Asuncion, Paraguay

Die Prävalenz der T-cruzi-Infektion in der armen ländlichen Bevölkerung Südamerikas kann 9 % überschreiten. Etwa 12 % der Infizierten sterben an der Chagas-Krankheit; das entspricht etwa 45.000 Personen in beiden Teilen Amerikas jährlich. Das Bekämpfen von Triatoma ist theoretisch einfach, scheitert aber an ökonomischen und politischen Hürden und der konsequenten Durchführung von Präventionsmaßnahmen.

Touristen, die von Lateinamerika nach Europa zurückkehren, können T-cruziinfiziert sein [57], und mit der Blutspende kann Trypanosoma übertragen werden (siehe B 2.1 und B 2.2).

T. brucei. Die betroffene Region in Afrika liegt zwischen dem nördlichen und südlichen 20. Breitengrad, die etwa von Senegal/Gambia im Westen bis Botswana/ Zimbabwe im Süden reicht (Abb. 5). Die Übertragung ist an das Vorkommen der Tsetse-Fliege (Glossina morsitans, G. swynnertoni, G. palipides) gebunden, die sich in niedrigem Gebüsch in der Nähe von größeren Tierherden besonders gern aufhält, an den Tieren Blut saugt und im Kot der Tiere die Eier ablegt.

Je nach der Effektivität von Bekämpfungsprogrammen der Tsetse-Fliege variiert die Verbreitung der Schlafkrankheit und ihre Inzidenz. Eine hohe Übertragungswahrscheinlichkeit von T. brucei besteht in den afrikanischen Wildtierreservaten [58]. Reservoir für T. brucei sind Haustiere, besonders Schweine, ferner Antilopen, Buschbock und Kaffernbüffel. Einige Glossina-Spezies, wie G. palipides, sind an das menschliche Habitat adaptiert, sodass sie zum regional gehäuften Auftreten von T. brucei beitragen [59].

B 1.4 Nachweismethoden und Aussagekraft

Eine Infektion mit T. cruzi/brucei kann vorkommen, wenn ein Spender/Empfänger in einer hoch durchseuchten Region länger gelebt hat, als Tourist die Region unter hygienisch einfachen Bedingungen besucht hat und z.B. durch Stich von Triatoma bzw. Glossina mit Trypanosomen infiziert wurde oder er in einer endemischen Region eine Bluttransfusion bekommen hat.

Serologischer Nachweis (Antikörper- und Antigen-Tests, sog. immunologische Tests):

T. cruzi. Der Nachweis von IgM gegen Trypanosoma ist bei dieser chronischen Infektion wenig weiterführend. Derzeit sind viele ELISA zum IgG-Nachweis kommerziell erhältlich mit unterschiedlichen Antigen-Präparationen [60, 61], die auch für das Testen von Blutspendern verwendet werden. Der Lineimmuno-Assay kann als Bestätigungstest verwendet werden [60]. Viele der Tests haben niedrige Sensitivität und Spezifität und zeigen Kreuzreaktionen mit Leishmania, Plasmodium, und anderen Protozoen-Erkrankungen sowie mit Treponemapallidum. In Endemieregionen werden aufgrund der niedrigen Spezifität teils 2 oder 3 ELISAs für das Screening von Blutspenden verwendet.

Neue (Schnell-)Tests zur Erkennung der T. cruzi-Antikörper auf Basis von Immunchromatographie erreichen eine Spezifität von 99 % bei einer Sensitivität von etwa 93% in Brasilien [62].

T. brucei. Um die Exposition festzustellen, ist ein Karten-Agglutinations-Test (CATT) entwickelt worden, der 3-4 Wochen nach Infektion positiv wird und etwa eine Sensitivität von 70-80 % erreicht [59]. Ferner steht ein Latex-Agglutinationstest zur Verfügung, der bei einer Sensitivität von 70-100 % eine Spezifität von 96-99 % aufweist [63].

Antigenteste für Trypanosoma-Oberflächenproteine auf ELISA- oder Agglutinationsbasis zeigen bisher eine ungenügende Spezifität [59].

Erregerisolierung

Xenodiagnose:

Traditionell wird für die Anreicherung der Trypanosomen die Maus mit verdächtigem Material, meist Blut oder Gewebe, inokuliert. Hohe Konzentrationen von Trypanosomen finden sich nach wenigen Wochen im Blut des Tieres und können mikroskopisch nach Giemsa-Färbung nachgewiesen werden (Abb. 4). Verfüttern von belastetem Material an Triatoma ist ein weiteres Verfahren, welches in einigen Speziallabors in Südamerika angewendet wird.

Zellkultur:

Zellkultursysteme, meist unter Benutzen von einer Hilfszellschicht (feeder layer), die von mehr als 20 verschiedenen Zelllinien gebildet werden kann, sind benutzt worden, sind jedoch für die Diagnostik von T. brucei ohne Bedeutung geblieben [64]. Für die Anzucht von T. cruzi sind L929-Zellen geeignet [65]. T. cruzi kann in zellfreiem wie zellhaltigem Medium kultiviert werden [66]. Die ersten Kultivierungsversuche gehen bis 1904 zurück, sog. Tomatenmedium [67]; dies zeigt, unter welch wenig anspruchsvollen Bedingungen sich Trypanosomen vermehren.

Mikroskopischer Nachweis:

Die Menge an Trypanosomen im peripheren Blut ist bei chronischer Infektion teilweise sehr niedrig. Folglich hat der mikroskopische Nachweis eine geringe Sensitivität und einen mäßigen Stellenwert. In der akuten Phase der Infektion können ausreichend Trypanosomen über einige Tage nachgewiesen werden. Histologisch können im Gewebe nach Biopsie oder postmortal große Mengen an Trypomastigoten bei T. cruzi und T. brucei und Amastigoten bei T. cruzi, vor allem in Herzmuskel und Intestinum, nachgewiesen werden.

Genomnachweis

T. cruzi. Da einige genomische Sequenzen der Trypanosomen im Kinetoplasten repetitiv vorhanden sind [68], mit etwa 100.000-120.000 Kopien pro Parasit, ist es mit der PCR möglich, 1-2 Parasiten pro Reaktionsansatz, normalerweise 100-200 nachzuweisen [69, 70]. Die erhaltenen Amplifikate haben eine Größe von 200- 300 Basenpaaren [71]. Die PCR ist sensitiver als die Verfahren der Xenodiagnose [72].

PCR-Tests wurden auch entwickelt, um den Erfolg einer Therapie mit Benznidazol [73] oder mit Nifurtimox [74] zu bestimmen. Eine Beobachtungszeit von mehreren Monaten ist notwendig, um einen Abfall der PCR-Amplifikate auf quantitativer Basis zu erkennen. Unter Therapie können resistente Stämme selektioniert werden. Entsprechende Untersuchungen zeigen, dass bei etwa 12 % der Fälle Subpopulationen von T. cruzi vorhanden sind, und belegen die große genetische Heterogenität der zirkulierenden Trypanosomen [75].

T. brucei. Eine PCR, die die Heterogenität der vorhandenen Trypanosomenstämme in Kamerun berücksichtigt und innerhalb der mobilen genetischen Elemente amplifiziert, wurde beschrieben [76], ebenso eine realtime PCR, in der 177 bp repeat-Satelliten-DNA nachgewiesen wird [77]. Über die PCR-Analyse konnte gezeigt werden, dass sich in der Tsetse-Fliege nach Tagen eine Infektion mit T. brucei etabliert hatte. Nach 29 Tagen waren die Trypanosomen reif und nach 47 Tagen im Speichel nachweisbar [78]. Auch zur Analyse der Isometanidium-Resistenz kann die PCR verwendet werden [1]. Die Bedeutung positiver PCR-Ergebnisse, die durch andere parasitologische Nachweisverfahren nicht bestätigt werden konnten, bleibt wegen der variablen Spezifität unklar [63].

B 2 Blut- und Plasmaspender

Blut- und Plasmaspender werden in Deutschland nicht auf Trypanosoma getestet. Es liegen keine Publikationen über Übertragungen durch Blut oder Blutprodukte in Deutschland vor, die solche Teste derzeit aus infektiologischen Gesichtspunkten rechtfertigen würden.

B 2.1 Prävalenz und Inzidenz bei Spenderkollektiven

In Los Angeles, wo ein hoher Anteil der zur Blutspende kommenden Bevölkerung mexikanischen Ursprungs (sog. Hispanidos) ist, waren zwischen 0,004 % und 0,002 % T. cruzi exponiert bzw. infiziert [79]. Höhere Prävalenzen von 0,15 % in Los Angeles und 0,09 % in Miami werden von Leiby et al. [80] angegeben. Die Übertragung über Blut ist in Endemieregionen kein seltenes Ereignis, die Wahrscheinlichkeit liegt bei 0,75 % der Spenden in Mexiko [81]. Trypanosomaübertragung kommt, wenn Spender aus Endemieregionen ohne klinische Symptomatik spenden, auch in Nordamerika vor [82]. Auch über Herz- und weitere Organtransplantation wurde T. cruzi in USA übertragen [83], in Europa über Transplantation von Knochenmark in Spanien [84].

In Südamerika liegt die Prävalenz von T. cruzi-Exposition, bestimmt über Antikörperteste bezogen auf wo Spender bei 4,5 in Argentinien, 9,9 in Bolivien, in Guatemala, 2,8 in Paraguay und den übrigen südamerikanischen Ländern unter 1,0. In allen Ländern Südamerikas kommt T. cruzi vor [85]. In Brasilien sind etwa 0,6 % der Blutspenden Trypanosoma-Antikörperpositiv und werden verworfen. Innerhalb Brasiliens gibt es erhebliche geographische Unterschiede in der Prävalenz [31]. In Toronto, Kanada, hatten 1317 Blutspender nach ihrem Reiseland und ihrem Geburtsland ein mögliches Risiko zum Erwerb von T. cruzi; keiner von ihnen war Antikörperpositiv [86]. Hingegen war in Kalifornien, USA, bei 51 T. cruzi-Antikörperpositiven Blutspendern aus Mittel- und Südamerika nach 2 Dekaden nach Einwanderung bei 33 (63%) der Parasit über die PCR nachweisbar, bei 3 auch über die Anzüchtung in Kultur [87].

B 2.2 Definition von Ausschlusskriterien

Zum Ausschluss potentiell infektiöser Spenden gelten die allgemeinen Ausschlusskriterien für Blutspender nach den Richtlinien der Bundesärztekammer und des Paul-Ehrlich-Instituts [29, 30].

Von der Spende auszuschließen sind Personen, die eine unter B 1.2 beschriebene Symptomatik aufweisen und einen Teil ihrer Lebenszeit in einer endemischen Region verbracht haben (siehe z.B. Malaria [1]). Bei lateinamerikanischen Immigranten in Berlin waren 2 % derjenigen, die unter diese Definition fallen, mit T. cruzi exponiert [88]. Nur zum Teil werden diese Personen wegen einer möglichen Malariaübertragung von der Blutspende ausgeschlossen. In Madrid waren 2003 6 von 659 (0,9 %) Spendern, die in T. cruziendemischen Regionen geboren waren, Antikörper positiv [31]. In Spanien und Italien werden Spender, die aus endemischen Regionen kommen, für 6 Monate von der Spende zurückgestellt [31].

B 2.3 Spendertestung und Aussagekraft

Eine Testung der Spender auf Trypanosoma oder Antikörper gegen Trypanosoma findet in Deutschland nicht statt und ist aufgrund der epidemiologischen Situation nicht angezeigt. Die meisten serologischen Tests haben wegen niedriger Sensitivität und Spezifität eine geringe Aussagekraft (siehe B 1.4). Mit der PCR könnte die Infektion früher als mit serologischen Tests erfasst werden (siehe B 1.4).

B 2.4 Spenderbefragung

Eine Befragung der Spender nach kurzfristigem oder länger andauerndem Aufenthalt in den Tropen und Endemieregionen findet wegen der möglichen Übertragung von Malaria statt. Eine Befragung von Spendern nach Stichen von Raubwanzen und Tsetse-Fliegen und Aufenthalt unter einfachen hygienischen Bedingungen findet nicht statt. Überlappen die endemischen Regionen mit denen, in denen Malaria übertragen wird, erfolgt ein Ausschluss für 6 Monate.

B 2.5 Spenderinformation und -beratung

Eine Information kann im Rahmen der Reisetätigkeit in tropische Regionen erfolgen. Eine Spenderinformation bezüglich Trypanosoma, der Möglichkeit der Trypanosoma-Übertragung und Beratung über das auftretende akute Krankheitsbild und den chronischen Verlauf der Infektion findet nicht statt. Für die Infektion mit Trypanosoma besteht keine Meldepflicht, insofern sind belastbare infektionsepidemiologische Daten nicht verfügbar.

B 3 Empfänger

B 3.1 Prävalenz und Inzidenz von blutassoziierten Infektionen und Infektionskrankheiten bei Empfängerkollektiven

Über Prävalenz und Inzidenz von Trypanosoma -Infektion in Empfängern von Blut liegen für Deutschland keine Erhebungen vor. In den letzten 20 Jahren ist über eine endogen in Deutschland übertragene Infektion von Trypanosoma oder einen Verdacht einer Übertragung durch Blut nicht berichtet worden; ebenso nicht aus europäischen Ländern wie Spanien, Italien und Frankreich [31].

B 3.2 Abwehrlage (Resistenz, vorhandene Immunität, Immunreaktivität, Alter, exogene Faktoren)

Auch bei guter Abwehrlage erfolgt die Infektion mit Trypanosoma cruzi, wenn diese aus dem Arthropodenkot in die Haut eingerieben wurde. Die Infektion verläuft nur bei 10-30 % der Infizierten chronisch mit klinischer Manifestation (siehe B 1.2). Bei abnehmender Immunität kann sich Trypanosoma im Körper wieder verbreiten [74, 82]. Bei T. brucei muss ein Stich der Tsetse-Fliege, der schmerzhaft und deswegen gut wahrnehmbar ist, vorangegangen sein.

B 3.3 Schweregrad und Verlauf der Erkrankung

Bei idinischer Manifestation und ohne Therapie, teils auch unter Therapie, kann die Infektion tödlich verlaufen unter dem Bild des akuten Herzversagens, der Komplikationen von Megaoesophagus und Megakolon und von zerebralen Defekten (siehe B 1.2)

B 3.4 Therapie und Prophylaxe

T. cruzi. Der Erfolg der Behandlung der Chagas-Krankheit ist immer noch unbefriedigend. Nifurtimox, ein Nitrofuran-Abkömmling wurde von Bayer hergestellt (Lampit - 8-10 mg/kg Körpergewicht für 60-90 Tage) und 20 Jahre lang benutzt. Es reduziert die Symptome und die Todesrate, hat jedoch erhebliche Nebenwirkungen bei etwa 70% der Patienten. Benznidazole (Rochagan, Roche oder Radmil - 5 mg/kg Körpergewicht für 60 Tage) hat ähnliche Wirkungen und Nebenwirkungen wie Nifurtimox. Aus diesem Grund werden derzeit nur symptomatische Patienten behandelt und eine Heilung wird nur in etwa 10 % erreicht. Posaconazol (Noxafil, Essex) kann nach ersten Studien wirksam sein, während Fluconazol, Ketoconazol, Veronazol und Itraconazol keine Wirkung zeigen. Gamma-Interferon kann, in der akuten Infektionsphase gegeben, zum Eliminieren der Protozoen führen [55]. Mögliche neue Therapieansätze ergeben sich aus der Interferenz von Peptiden mit der Dimerbildung von Enzymen, wie an der erregerspezifischen Triosephosphat-Isomerase gezeigt [89].

T. brucel. Suramin wurde vor etwa 100 Jahren als erstes Medikament von Bayer eingeführt, es hat erhebliche Nebenwirkungen. Pentamidin intramuskulär verabreicht wirkt wesentlich effektiver und wird heute verwendet, eine Ausheilung kann nur teilweise erreicht werden. Dihydroxyaceton führt in niedrigen Dosen zur Abtötung von T. brucei in Zellkultur und ist möglicherweise zur Therapie geeignet [90]. Difluoromethylornithin und Melarsoprol könne für die Behandlung der T - bruceigambiense-Infektion in Afrika verwendet werden, bei einer Erfolgsrate von etwa 80 % [91]. Antikörper gegen T. brucei gambiense wurden in dieser Studie über einen Latex-Test gemessen.

Zur Prophylaxe der Trypanosoma-Übertragung ist keine Chemotherapie und kein Impfstoff verfügbar. Die bisher geprüften Impfstoffkandidaten haben keine ausreichende Wirkung gezeigt.

B 3.5 Übertragbarkeit

Etwa 65 Laborübertragungen von T. cruzi sind bekannt, davon ii über parenterale Verletzung und 3 über Benetzung der Schleimhaut und 2 durch Stich des Vektors [42]. Nur eine der 6 berichteten Laborübertragungen mit T. brucei geschah nicht in Europa, 5 der Übertragungen erfolgten durch Stichverletzungen [42]. Laborübertragungen von T. brucei sollten in afrikanischen Endemieregionen häufiger vorkommen, sie sind jedoch nicht dokumentiert.

Hochrechnungen zur Übertragung von T. cruzi durch Bluttransfusion in Südamerika für die Jahre 2000/2001 in einer WHO-Studie geben die Zahl pro 1000 Spenden mit 68 für Bolivien, für Chile, 2 für Kolumbien, 29 für Costa Rica, ii für Guatemala, 360 für Mexiko, 2 für Nicaragua, 52 für Panama und für Paraguay an [85]. Bei diesen Angaben ist von einer Zahl an der unteren Grenze der stattfindenden Übertragungen auszugehen. In Blut und zellulären Blutprodukten bleibt Trypanosoma auch bei Abkühlen auf 4°C infektionsfähig. In Plasmaprodukten ist aufgrund des Herstellungsverfahrens nicht mit infektionsfähigen Trypanosomen zu rechnen.

B 3.6 Häufigkeit der Applikation sowie Art und Menge der Blutprodukte

Eine gering kontaminierte Blutkonserve kann für die Übertragung einer Trypanosoma-Infektion ausreichend sein. Es kann davon ausgegangen werden, dass eine Übertragung in Deutschland nicht oder extrem selten stattfindet, da bisher über eine Übertragung von Trypanosoma über Bluttransfusion oder Blutprodukte nicht berichtet worden ist.

B 4 Blutprodukte

B 4.1 Belastung des Ausgangsmaterials und Testmethoden

Es kann davon ausgegangen werden, dass die Belastung des Ausgangsmaterials in Deutschland sehr niedrig ist. Testmethoden über die gegen Trypanosoma gebildeten Antikörper stehen zur Verfügung, sie sind in Deutschland wegen der niedrigen Spezifität und geringen Prävalenz wenig hilfreich. Da über keine Trypanosomen-Übertragungsfälle berichtet wurde, ist ein Einführen der Tests derzeit nicht notwendig.

B 4.2 Möglichkeiten zur Abtrennung und Inaktivierung von Infektionserregern

Bei zellulären Blutprodukten ist nur in der Akutphase der Infektion eine hohe Parasitämie vorhanden. In Makrophagen können Trypanosomen angereichert sein. Bei der Leukozytendepletion von Blut erfolgt eine wesentliche Abreicherung durch Entfernen Trypanosomatragender Zellen, ferner durch Anhaften der Trypanosomen an der Matrix des Filtermaterials aufgrund der negativen Oberflächenladung [45]. Bei Verwenden von sterilfiltriertem Plasma ist Trypanosoma ohne Bedeutung, da der Erreger im Filter zurückgehalten wird [45] Bei der Fraktionierung von Plasma zur Herstellung von z.B. Gerinnungsfaktoren und Immunglobulin werden Trypanosomen inaktiviert und/oder über die Sterilfiltration entfernt.

Inaktivierung in zellhaltigen Produkten: Mit Amotosalen und UV-Bestrahlung können bis zu 5 log₁₀ Trypanosomen abgetötet werden, wenn sie in Zellkultur gezüchtet und dem buffy coat zugesetzt worden waren, unabhängig vom verwendeten T-cruzi-Stamm [92].

B 4.3 Praktikabilität und Validierbarkeit der Verfahren zur Eliminierung/Inaktivierung von Infektionserregern

Blut bzw. Blutprodukte können mit T. cruzi experimentell kontaminiert werden und die Abreicherung bzw. Inaktivierung evaluiert werden. Wegen der sehr niedrigen Prävalenz von Trypanosoma-Infektionen in Deutschland ist diese Untersuchung zur Abreicherung derzeit nicht angezeigt, könnte aber, was die technischen Voraussetzungen betrifft, durchgeführt werden [92]. Der Umgang mit Trypanosoma erfordert Labore der Sicherheitsstufe 2.

B 5 Bewertung

Trypanosoma kann in 10-30 % der Infizierten eine chronische Infektion auslösen, die nach Monaten oder Jahren von Siechtum tödlich verlaufen kann. T-cruzi- und T-brucei-Übertragungen sind an das Vorhandensein der Vektoren gebunden (Triatoma und Rhodnius bzw. Glossina), die in Mitteleuropa nicht vorkommen.

Bis heute sind Trypanosoma-Übertragungen über Blut, Knochenmark oder Organspende in Deutschland nicht berichtet worden. Nach Wertung der vorhandenen epidemiologischen und pathogenetischen Daten zur Übertragung und Manifestation von Trypanosoma werden folgende präventive Maßnahmen als derzeit indiziert angesehen:

• Ausschluss von allen Spendern, die in den Endemieregionen Mittel- und Südamerikas und Afrikas eine Bluttransfusion erhalten haben,
• temporärer Ausschluss von Spendern nach Aufenthalt in Trypanosoma-Endemieregionen für 6 Monate. Die Trypanosomabefallenen Regionen überlappen teilweise mit den Endemieregionen von Malaria (Abb. 5),
• Ausschluss von Spendern, die zeitweise ihren Lebensmittelpunkt in Trypanosoma-Endemieregionen gehabt haben für 6 Monate nach Verlassen der Endemieregion, und Zulassung zur Blutspende nur nach ärztlicher Entscheidung.

C Babesia

Der Erreger wurde 1888 von Viktor Babes bei einer fieberhaften Hämoglobinurie bei Rindern in Rumänien in den Erythrozyten der Tiere identifiziert. 1893 wurde ein ähnlicher Erreger, bezeichnet als Pyrosoma, in Texas beschrieben, der heute als Babesia bigemina bezeichnet wird [93]. 1957 wurde Babesia divergens bei einem splenektomierten Bauer aus Jugoslawien postmortal beschrieben. 1969 wurde in Massachusetts Babesia microti bei einem Mann mit Fieber und Kopfschmerzen gefunden [93].

C 1 Wissensstand über den Erreger

Babesia ist ein Mitglied der Familie der Apicomplexa (apical microtubule complex, Abb. 7), in der Ordnung Piroplasmidora und der Familie der Theileriidae, zusammen mit Plasmodium und Toxoplasma und anderen Protozoen wie Cryptosporidium, Isospora, Microsporidia und Sarcocystis. Babesien werden in der Alten Welt im Wesentlichen durch den Stich der Zecke Ixodes ricinus und in der Neuen Welt Ixodes scapularis (auch bezeichnet als Ixodes dammini) übertragen. Die Babesiose ist eine typische Zoonose.

Babesien sind oval oder rund, haben eine Siegelringähnliche Form wie Plasmodium falciparum, sind aber kleiner und wachsen intraerythrozytär, meist als 3-5 Trophozoiten, die sich asexuell teilen, sog. Merogonie. Die sexuelle Vermehrung läuft nur innerhalb der Zecke ab, die schließlich zu Sporozoiten führt, die in die Speicheldrüse der Zecke einwandern.

C 1.1 Erregereigenschaften

Entsprechend ihrer Größe werden Babesien in 2 Gruppen eingeteilt:

1. Die kleine Form hat einen Durchmesser von 1-2,5 µm und umfasst B. gibsoni (canines Piroplasma), B. microti und B. rodhaini. Trophozoiten teilen sich in 4 Tochterzellen und bilden teils Strukturen, die wie ein Malteserkreuz im Giemsagefärbten Bild des Erythrozyten aussehen. Sie können in der Zecke transovariell übertragen werden.
2. Die große Form hat einen Durchmesser von 2,5-5 µm und umfasst B. divergens, B. bovis, B. canis und B. odocoilei. Trophozoiten dieser Form teilen sich in 2 Tochterzellen. Sie werden in der Zecke nicht transovariell übertragen.

Zur weiteren Charakterisierung der Babesien wird die nukleäre small subunit ribosomal DNA (nss-rDNA) herangezogen. B. divergens gehört vom genetischen Code her zu der kleinen Form, von der Morphologie zu der großen. Kleine Babesien sind den Theileria ähnlicher als den großen Babesien. Babesien sind nicht wirtsspezifisch, sie infizieren viele Tiere und auch den Menschen. B. divergens führt in Europa zur Babesiose, B. microti in Nordamerika vor allem an der Ostküste und im Bereich der großen Seen. Nicht alle bekannten Babesia-Stämme sind bisher klassifiziert und nicht alle Babesia-Stämme können alle Tierspezies infizieren.

Abb. 7: Schematischer Aufbau von Protozoen, die den Apicomplexa zugeordnet werden. Die verschiedenen Organellen sind eingezeichnet. Der Kinetoplast in dem DNA Fragmente über 200-fach angereichert sein können, durchzieht den gesamten Körper des Erregers, was schematisch mit den Längsstrichen angegeben ist. Schema entnommen aus Morrissette NS, Sibley LD. Cytoskeleton of apicomplexan parasites. Microbiol Mol Biol Rev 2002; 66:21-38, page 23

Vermehrung in der Zecke. Etwa 10 Stunden nach Blutmahlzeit aggregieren siainfizierte Erythrozyten im Darm der Zecke und es bildet sich das Zytosom, eine endozytische Organelle. Etwa 40-50 Stunden später kondensieren die Microtubuli an einem Ende und bilden den sog. "Strahlenkörper", um damit die Grundlage für die Fusion der Gameten zur Zygote zu bilden. Die Zygote penetriert in die Darmzellen der Zecke, tritt dann in die Hämolymphe ein und entwickelt sich zum Ookineten, der in die Speicheldrüse einwandert. Dort entwickelt sich der Sporoblast, der sich bei warmer Temperatur durch Sporogonie vermehrt (Sporozoiten). Die Sporogonie kann sich auch beim Saugakt auf dem befallenen Tier durch Erwärmung entwickeln. Ein Sporoblast kann 10.000 Sporozoiten erzeugen.

Vermehrung im Wirbeltier. Etwa 10.000 Sporozoiten werden in der Haut des Opfers deponiert und wandern dort wahrscheinlich direkt in die Erythrozyten ein und entwickeln sich zu Merozoiten. Die Merozoiten-Freisetzung führt zur Lyse des Erythrozyten. Nach Einwandern in den Erythrozyten wandelt sich der Merozoit teils in einen Trophozoiten um, der sich frei im Zytosol der Zelle bewegen kann. Der genaue Mechanismus des als Ausknospung bezeichneten Verlassens der Zelle ist unbekannt.

C 1.2 Infektion und Infektionskrankheit

Klinische Symptome entwickeln sich 1-4 Wochen nach dem Zeckenstich mit Unwohlsein, Müdigkeit, Appetitlosigkeit und schließlich Fieber und Schüttelfrost. Das Fieber kann als Kontinua bis 40°C erreichen und bei Immunschwäche über Monate anhalten. Photophobie und Erbrechen können weitere Symptome sein. Ein Exanthem findet sich ausnahmsweise, Petechien sind selten. Während eine Lymphknotenschwellung fehlt, kann sich eine Splenomegalie und Hepatomegalie ausbilden.

Laborbefunde weisen auf eine hämolytische Anämie hin, bei erniedrigtem Haptoglobin und erhöhten Retikulozyten-Werten. ilo % der Erythrozyten enthalten bei intakter Immunabwehr Babesien, bei Immunschwäche bis zu 85 %. Eine Thrombozytopenie ist häufig [93]. Bei Infektion mit B. divergens ist in Immunkompetenten in Europa mit einer spontanen Ausheilungsrate ohne Auftreten klinischer Symptome von über 25 % zu rechnen.

Bei amerikanischer Babesiose werden 25 % der Infizierten hospitalisiert, etwa 25 % der Hospitalisierten benötigen intensivmedizinische Behandlung, von denen wiederum 6,5 % versterben. Todesursachen sind schwere Atemnot, intravasale Gerinnung und Herzversagen. Schwere Infektionen finden sich mit erhöhtem Alter und bei Immunschwäche [94]. Für das Überwinden der Infektion ist die Funktion von T-Helfer-Zellen entscheidend. Das Entfernen der Babesien aus dem Gewebe und Gewebsflüssigkeit wird über die uneingeschränkte Funktion der Makrophagen reguliert.

C 1.3 Epidemiologie

Die Wahrscheinlichkeit der Übertragung auf den Menschen hängt von der Durchseuchung im Tierbestand ab. In der südlichen Schweiz (Tessin) wurde 2004 in ca. 1900 Zecken von Kühen, Schafen, Rotwild und Rehen einmal Babesia bigemina nachgewiesen, die dort früher nicht gefunden wurde [95]. Neben Ixodes ricinus wurden weitere Zeckenarten untersucht und in 6 Tieren B. divergens, in 2 B. major und in 14 Babesia, die nicht weiter charakterisiert wurden, gefunden [95].

Die meisten menschlichen Babesia-Infektionen in Europa, verursacht durch B. divergens, wurden aus Frankreich und England berichtet [96]. Im Jahr 2000 wurde über 31 Fälle berichtet, von denen 26 Patienten (84 %) splenektomiert waren. In 23 der Erkrankten war B. divergens das auslösende Agens [97]. Ein Fall eines Splenektomierten trat auf den Kanarischen Inseln auf [98]. Ein erster Fall von menschlicher Babesiadivergens/odocoilei-Infektion bei einem splenektomierten Patienten unter immunsuppressiver Therapie aus dem Hegau in Deutschland wurde 2007 berichtet. Der Patient erinnerte sich nicht an einen Zeckenstich und hatte keinen Auslandsaufenthalt [99]. Eine weitere Studie hatte das Ergebnis, dass in 31 von 3113 (1%) Zecken, die in Südwestdeutschland gesammelt wurden, B. divergens über die PCR nachgewiesen werden konnte [100]. Hunde sind ein weiteres Reservoir für Babesia; so können Auwaldzecken (Dermatocentor reticulatus) Babesia auf Hunde übertragen hol, 1021. Welche Bedeutung der Verbreitung von Babesia über Auwaldzecken zulcommt, müssen weitere Untersuchungen zeigen.

In Nordamerika sind die meisten menschlichen Fälle durch B. microti verursacht, die Zahl der beschriebenen Fälle übersteigt 300 [97]. Serologische Reaktionen gegen B. microti zeigten je ein Fall in Deutschland [103] und der Schweiz [104]. s Mexiko wurden menschliche Infelctionen mit B. canis und B. bigemina berichtet, weitere endemische Infektionsherde finden sich in Westafrika, Südafrika, Ägypten und China [105].

C 1.4 Nachweismethoden und Aussagekraft

Der klassische Nachweis von Babesia ist die Mikroskopie von Blutausstrichen nach Anfärbung mit Giemsa-Lösung oder ähnlichen Methoden. Intraerythrozytär liegen 3-5 ovale Ringformen, die denen von Plasmodium falciparum ähneln, jedoch neben der blauen Farbe keine weitere Anfärbung zeigen. Bei schwerer Infektion können extrazelluläre Merozoiten nachgewiesen werden. Die sog. Malteserkreuz-Formation bei Infektion mit B. microti ist extrem selten.

Serologischer Nachweis (Antigen- und Antikörpertests)

Die indirekte Immunfluoreszenz gilt als positiv, wenn Titer >1:64 bei B. microti-Infektion erreicht werden, meist liegen die Titer > 1:1,024. Die Sensitivität ist abhängig vom Babesienstamm, der für den Immunfluoreszenztest verwendet wird. ELISAs basierend auf synthetischen Peptiden von B. microti sind entwickelt worden und sind sensitiver als die indirekte Immunfluoreszenz [93,105]. IgG-Antikörper sind normalerweise 2-4 Wochen nach Auftreten klinischer Symptome nachweisbar. Antigentests sind nicht kommerziell verfügbar.

Anzucht

Babesien können im Versuchstier wie Hamster und Maus durch Inokulation von Blut von Infizierten vermehrt und nachgewiesen werden [106] In Erythrozyten kann B. divergens als kontinuierliche Kultur und mit hoher Parasitendichte gezüchtet werden [96, 1071. Kultivierte Babesienstämme adaptieren sich an die verwendete Kultur und verlieren an Virulenz.

Genomnachweis - NAT

Mit der PCR kann eine Parasitämie bei unbehandelten Patienten auch noch 27 Monate nach Infektion nachgewiesen werden [108, 109]. nsofern ist die PCR die zurzeit sensitivste Methode. Als Zielsequenz für die Primer wird die nss-rDNA verwendet (nuldeäre small subunit ribosomale DNA - siehe C 1.1). Die Sensitivität st gering, wenn Primer für B. microti für den Nachweis von B. divergens verwendet werden. Ausgangsmaterial ftir die PCR ist EDTA-Blut.

Wenn in Patientenblut Babesia-DNA nachgewiesen wird, ist dies ein Indiz für eine aktive Infektion. Wenn die Infektion erfolgreich therapiert wurde, ist Babesia-DNA in wenigen Tagen im Blut nicht mehr nachweisbar [109, 110Auf Blutausstrichen ist mit der PCR der Nachweis von Babesia (in situ-PCR) möglich [111].

C 2 Blut- und Plasmaspender

C 2.1 Prävalenz und Inzidenz bei Spenderkollektiven

Die Analyse eines Blutspenderkollektivs auf Vorkommen von Babesia ist in Deutschland nur einmal publiziert worden. Unter 120 gesunden Blutspendern fanden sich, getestet über die indirekte Immunfluoreszenz, 1,7 % (2, von 12,0) mit Antikörpern [103] - siehe dazu wegen der Spezifität unter C 3.1. Unter 798 Forstarbeitern in Süddeutschland, die berufsbedingt ein hohes Expositionsrisiko gegen Zecken hatten, hatten 2, Antikörper, die mit B. microti reagierten, waren aber ohne Parasitämie [112] nter 190 Blutspendern in Frankreich fanden sich 2" die gegen B. divergens Antikörper hatten [96].

Von 848 Blutspendern in Connecticut, die einen Zeckenstich angaben, hatten 3 (0,4 %) Antikörper gegen Babesia, und als Kontrolle unter 1.007 nicht befragten Spendern 6 (0,6 %) [113]. Bei Wiederholung der Untersuchung im Jahr 2005 hatten unter 1745 Spendern aus endemischer Region 24 (1,4 %) und aus nicht endemischer Region 6 (0,3 %) Babesia-Antikörper. Unter 19 seropositiven Spendern ließ sich bei 10 (53 %) über die PCR Babesia-DNA nachweisen. Der Gipfel der Babesia-Inzidenz lag in USA im Juli [114]. In den USA wird angenommen, dass etwa 50 Babesia-Übertragungen über Bluttransfusion vorgekommen sind [31].

C 2.2 Definition von Ausschlusskriterien

Zum Ausschluss potentiell infektiöser Spenden gelten die allgemeinen Ausschlusskriterien für Blutspender nach den Richtlinien der Bundesärztekammer und des Paul-Ehrlich-Instituts [29, 30]. Allgemeine Ausschlusskriterien, die auf eine Infektion mit Babesia hinweisen können, sind Fieber, Kopfschmerzen, Müdigkeit und Abgeschlagenheit, seltener Arthralgie. Typisch für die chronische Babesia-Infektion ist eine Anämie.

Die Frage nach Zeckenstich in der Vergangenheit ist ein sehr ungenauer Parameter zur Verhinderung der Babesia-Infektion [114]. Blutspender, die sich an einen Zeckenstich erinnern, werden in Deutschland prophylaktisch, auch um andere virale und bakterielle Infektionen zu vermeiden, für 4 Wochen von der Spende zurückgestellt.

C 2.3 Spendertestung und Aussagekraft

Eine Testung von Blutspendern auf Babesia-Antikörper findet in Deutschland nicht statt. Aufgrund der niedrigen Prävalenz von Babesia-Infektionen und dem Fehlen von Berichten zur Übertragung von Babesia sp. über Bluttransfusion in Deutschland ist ein Testen derzeit, solange sich die epidemiologische Situation nicht geändert hat (siehe C 1.3), nicht notwendig.

In USA sind etliche Babesia-Übertragungen von asymptomatischen Spendern erfolgt, auch wenn das Blut 5-35 Tage gekühlt gelagert worden war, und auch wenn Blut in Gegenwart von Glycerin eingefroren wurde [115, 116, 117, 118, 119]. In Kanada wurde 2001 die erste transfusionsassoziierte Babesiose berichtet [120]. Babesia kann über einen Zeitraum von mehr als 6 Monaten von einem asymptomatischen Spender übertragen werden [121].

C 2.4 Spenderbefragung

Eine Befragung der Spender nach allgemeinen Symptomen einer Infektion (siehe C 2.2) findet gemäß den Richtlinien statt. Nach Zeckenstich wird saisonal angepasst gefragt. Eine Befragung nach Babesia-Infektion erfolgt nicht, da diese Infektion und das damit verbundene Krankheitsbild in der allgemeinen Bevölkerung nicht bekannt ist; aufgrund der epidemiologischen Lage ist eine Befragung wenig informativ und kaum erfolgreich. Da bisher in Deutschland kein Fall einer durch Bluttransfusion übertragenen Babesia-Infektion berichtet wurde, ist eine spezielle Befragung nicht erforderlich.

C 2.5 Spenderinformation und -beratung

Da die Babesia-Infektion und das Babesia-Krankheitsbild sehr selten sind, besteht für eine Spenderberatung innerhalb des Blutspendedienstes derzeit keine Notwendigkeit.

C 3 Empfänger

Die Inkubationszeit von über Blut übertragenen Babesia microti-Infektionen beträgt zwischen 17 Tagen und 9 Wochen, von über Zecken übertragenen Infektionen 1-4 Wochen [119, 122].

C 3.1 Prävalenz und Inzidenz von blutassoziierten Infektionen und Infektionskrankheiten bei Empfängerkollektiven

Prävalenz und Inzidenz sind abhängig von der endemischen Region, im Wesentlichen von der Durchseuchung des Tierreservoirs (siehe C 1.3), der Zeckendichte, der Jahreszeit und entsprechender Zeckenaktivität und dem Freizeitverhalten der Empfänger. Hierzu liegt für Deutschland eine Untersuchung vor [103]. In der Rhein-Main-Region waren 11,5 % (26 von 225) der mit Zeckenstich Exponierten Babesia-Antikörperpositiv (indirekte Immunfluoreszenz, kein Bestätigungstest), im Gegensatz zu 2 % (2 von 120) bei den Blutspendern. Die Reaktivität gegen Babesia in dem Untersuchungskollektiv von 467 Seren war gegen B. microti mit 5,4 % (25 von 467) höher als gegen B. divergens mit 3,6 % (17 von 467). Der cutoff der Antiköper-Verdünnung lag fiir B. microti bei 1:64 und B. divergens bei 1:128 (siehe C 1.4).

In USA wurde über Babesiaübertragungen durch Herztransplantation in einem Fall [123] und in 3 Fällen nach Nierentransplantation berichtet [124, 125, 126].

C 3.2 Abwehrlage (Resistenz, vorhandene Immunität, Immunreaktivität, Alter, exogene Faktoren)

Die durch eine Splenektomie bedingte Immunschwäche fördert die Vermehrung von Babesia und fiihrt häufig zu schweren, teils tödlichen Krankheitsverläufen. Die altersbedingte Immunschwäche begünstigt eine Infektion mit klinischer Symptomatik [93,124]. Die relativ hohe Prävalenz von Antikörperpositiven Personen deutet darauf hin, dass Immungesunde die Infektion häufig ohne eine auf eine Babesiose hinweisende Erkrankung überstehen.

C 3.3 Schweregrad und Verlauf der Erkrankung

Unter effektiver Therapie können Todesfälle auch bei immunsupprimierten und splenektomierten Patienten vermieden werden [119]. Die Infektion mit B. microti in Nordamerika verläuft häufig mit milden Symptomen, wie Müdigkeit oder Abgeschlagenheit und evtl. Anämie (siehe C 1.2 und C 2.2) oder subldinisch [93].

C 3.4 Therapie und Prophylaxe

Etwa 75 % der immunkompetenten Patienten, die mit Babesia infiziert werden, haben geringe Krankheitszeichen oder überwinden die Infektion mit geringen klinischen Symptomen ohne Therapie.

B. microti. Splenektomierte und Patienten mit Immunschwäche werden mit Clindamycin und oralem Chinin fiir 7-10 Tage behandelt. Chloroquin, welches für Plasmodium falciparum verabreicht wird, ist wirkungslos, ebenso Medikamente wie Primaquin, Pyrimethamin, Tetracyclin, Pentamidin und andere. Atovaquone kombiniert mit Azithromycin führt zum Absterben der Babesien und zeigt weniger Nebenwirkungen als die Kombination aus Clindamycin und Chinin. Atovaquone allein fiihrt zu schneller Resistenz [93].

B. divergens. Neben der Kombination aus Clindamycin und Chinin kann die Kombination von Pentamidin und Trimethoprim-Sulfamethoxazol verwendet werden. Bei Patienten mit hoher Parasitämie und starker Hämolyse sind Bluttransfusionen indiziert [93].

Impfung. Zurzeit steht keine Impfung gegen Babesia zur Verfiigung. Impfversuche gegen Babesia divergens und Babesia bigemina, auch in Rindern und mit attenuierten Babesien, waren erfolglos [127]. Unter den rekombinanten Antigenen hat das RAP-i Protein (rhoptryassociated protein) eine hohe Antikörperantwort und auch eine T-Lymphozyten-Antwort induziert, jedoch nicht zu einer schützenden Immunität geführt [128]. Bei Impfung von Rindern wird die Immunität zügig durch Babesia unterlaufen, die eine geänderte Aminosäurenzusammensetzung in der hypervariablen Region des Merozoiten Oberflächen-Antigen 2 (MSA-2; merozoit surface antigen) haben [129] oder des MSA-1, wenn dieses für die Valainierung verwendet wurde [130].

C 3.5 Übertragbarkeit

Babesia in Blut wird weder durch Kühlen auf 4°C noch durch Einfrieren zerstört. Folglich ist Parasitenhaltiges Blut immer infektiös. Babesia wurde selten nach Nieren- und Herztransplantation über Blut übertragen, die Infektion manifestierte sich wahrscheinlich durch die Immunsuppression [123]. In Connecticut war 1993 das Risiko der Babesia-Übertragung durch Erythrozyten mit 0,17 % höher als das der Übertragung von Borrelien, die in keinem Fall nachgewiesen werden konnte. Über Thrombozyten wurde in der genannten Studie keiner der Erreger übertragen [131]. Bis heute sind für Babesia keine akzidentellen Übertragungen im Labor berichtet worden [42].

C 3.6 Häufigkeit der Applikation sowie Art und Menge der Blutprodukte

Mit vermehrter Applikation von Erythrozyten steigt auch das theoretische Risiko der Übertragung von Babesia. Da bisher in Deutschland über keine Übertragungen berichtet worden ist, ist auch das Risiko durch vermehrte Applikation vernachlässigbar. Um genauere Daten zu erhalten, sollten epidemiologisch abgesicherte Ergebnisse aus Studien mit validierten Tests abgewartet werden.

C 4 Blutprodukte

C 4.1 Belastung des Ausgangsnnaterials und Testmethoden

Zur Belastung von Blutspenden sind in Deutschland bis auf die Studie von Hunfeld in Blutspendern [103] keine ausführlichen Untersuchungen durchgeführt worden. Wie unter C 1.4 beschrieben, kann Babesia bei höherem Befall in Erythrozyten mikroskopisch nachgewiesen werden. Die bessere und empfindlichere ethode ist jedoch der Nukleinsäure-Nachweis über die PCR [108, 109, 110] siehe unter C 1.4. Da Babesia weitgehend zellgebunden im Blut vorliegt, ist die Plasmabelastung ohne Bedeutung.

C 4.2 Möglichkeiten zur Abtrennung und Inaktivierung von Infektionserregern Filtration

Da Babesia vorzugsweise intraerythrozytär wächst, kann das Protozoon nicht aus den zellulären Blutbestandteilen, z.B. über Filtration, entfernt werden. Da in Granulozytenkonzentraten bis zu io % der Zellfraktion aus Erythrozyten bestehen, und auch Thrombozytenkonzentrate Erythrozyten enthalten, kann Babesia aus diesen Präparaten ebenfalls nicht entfernt werden. Im Blutplasma ist Babesia nicht in solchen Mengen enthalten, die geeignet wären, eine Infektion auszulösen [121, 123]. Aufgrund ihrer Größe könnten freie Babesien über geeignete Filter (0,22 µ m) zurückgehalten werden [64, 119]. Deswegen ist bei Verwenden von sterilfiltriertem Plasma Babesia ohne Bedeutung. Bei der Fraktionierung von Plasma zur Herstellung von z.B. Gerinnungsfaktoren und Immunglobulin werden Babesien abgereichert und/oder inaktiviert.

Inaktivierung

Eine Photoinaktivierung von Babesia in Plasma mit Amotosalen und UV-Bestrahlung ist möglich; es konnten nach experimenteller Kontamination (Speilten) mehr als 5.5 log₁₀ inaktiviert werden [132].

C 4.3 Praktikabilität und Validierbarkeit der Verfahren zur Eliminierung/Inaktivierung von Infektionserregern

Da Babesia in Kultur vermehrt werden kann [64, 133], ist theoretisch ein Speiken von Blut möglich. Da der Erreger aber intraerythrozytär wächst, ist das Verfahren zur Messung der Belastung der Erythrozyten sehr aufwändig. Ferner hemmen Additive wie z.B. fötales Rinderserum das Wachstum von Babesia in Kultur [134]. Es könnte zur Validierung der Inaktivierungs-Verfahren ein Tiermodell mit Maus oder Hamster herangezogen werden, da viele Babesia-Stämme auch in diesen Versuchstieren wachsen [64].

C 5 Bewertung

Babesia ist ein intraerythrozytär wachsender Parasit, der über Zecken von Tieren auf den Menschen übertragbar ist. Normalerweise wird die Infektion häufig spontan überwunden, sie kann aber subklinisch chronisch verlaufen, sodass eine Parasitämie über Monate bestehen bleibt. Bei immungeschwächten Personen, wie z.B. nach Splenektomie, kam es in Nordamerika durch Babesia microti und in Europa durch Babesia divergens zu schweren, teils tödlichen Infektionen, wenn keine zügige Therapie mit Kombination von Chinin und Clindamycin oder Atovaquone und Azithromycin erfolgte.

Babesia divergens und ähnliche Spezies sind auch in Deutschland vorhanden [99]. Da bislang über transfusionsassoziierte Babesia-Übertragungen in Deutschland nicht berichtet worden ist, rechtfertigt die Präsenz dieser Erreger nicht ein allgemeines Testen aller Blutspenden auf Marker einer Babesia-Infektion. Das klinische Bild der chronischen Babesiose mit schwerer Anämie und Leber- und Milzschwellung, mit hohen LDH- und erniedrigten Haptoglobin-Werten als Zeichen einer Hämolyse, ist auffällig. Die Babesia-Infektion kann im Blutausstrich bei hoher Parasitendichte während der akuten Infektionsphase mit den intraerythrozytären Merozoiten mikroskopisch diagnostiziert werden. Anhand dieser diagnostischen Parameter wären Übertragungsfälle in der Vergangenheit erkannt worden. Derzeit besteht in Deutschland aufgrund der epidemiologischen Situation, der wenigen Krankheitsfälle und der fehlenden Berichte zu Blut-Übertragungen zur Verhinderung einer potenziellen Babesia- Transmission über die allgemeinen Ausschlusskriterien hinaus kein Handlungsbedarf.

D Toxoplasma gondii

D 1 Wissensstand über den Erreger

Toxoplasma ist weltweit verbreitet und mehr als ein Viertel der Weltbevölkerung ist mit diesem Erreger infiziert. Da eine Menschzu-Mensch-Übertragung bisher, mit Ausnahme während der Schwangerschaft, über soziale Kontakte nicht beobachtet wurde, ist es eine typische Zoonose. Die vertikale Infektionsübertragung, von der Mutter auf den Fötus, mit folgenschweren Fehlbildungen ist nur möglich bei Erstinfektion während der Schwangerschaft.

Toxoplasma wurde unabhängig voneinander 1908 entdeckt von Charles Nicolle und Louis H. Manceaux, die nach Leishmania in einem Nager (Ctenodactylus gundi) in Nordafrika suchten, und von Alfonso Splendore in Sao Paulo in Kaninchen [135, 136]. Die erste menschliche Infektion wurde 1923 von Josef Janku in Tschechien beschrieben [4] und die kongenitale Übertragung im gleichen Jahr durch Arne Wolf und David Cowen entdeckt und später publiziert [137].

D 1.1 Erregereigenschaften

Toxoplasma gondii gehört unter den Apicomplexa (Abb. 7) zur Klasse der Sporozoae und kommt in 3 verschiedenen Formen vor:

1. als Oocyste, die die Sporozoiten bildet;
2. als Tachyzoit, die sichelförmige Form, der entsteht, wenn Sporozoiten Gewebszellen infizieren, sich durch Längsteilung in ihnen vermehren und freigesetzt werden. Besonders befallene Zellen sind Makrophagen, neutrophile Granulozyten, Ependymzellen und Astrozyten; und
3. als Gewebszyste, die die Bradyzoiten enthält, die viele Jahre lang in der Zyste infektionsfähig bleiben.

Der sexuelle Entwicklungszyklus findet nur in Katzen bzw. Feliden statt, die asexuelle Vermehrung in vielen Tierspezies und dem Menschen [138].

Von T gondii werden 3 Genotypen unterschieden:

Genotyp I und II sind bei kongenitaler Toxoplasmose gefunden worden [139]. Genotyp II ist der am häufigsten im Menschen gefundene Stamm, der zur Reaktivierung und chronischen Infektion neigt und der auch in AIDS-Patienten zu 65 % gefunden wird [140]. Genotyp III-Stämme kommen vor allem in Tieren vor und selten im Menschen.

Oozyste. Die Oozystenbildung findet in Jejunumzellen des Katzendarms statt, wenn Sporozoiten in die Zellen eingewandert sind. Beim sexuellen Zyldus kommt es zur Verschmelzung von Sporozoiten, die sich in Gametozyten gewandelt haben. Unsporulierte Oozysten haben einen Durchmesser von 10-12 µm, sie bilden sich 7-20 Tage nach Infektion, und 10 Millionen Oozysten können täglich ausgeschieden werden. Nur sporulierte Oozysten sind infektiös, sie enthalten 2 Sporozysten, die ihrerseits 4 Sporozoiten enthalten. Bei 11°C dauert die Sporulation 2-3 Wochen, bei 24°C 2-3 Tage. Oozysten bleiben in feuchtem Boden länger als 18 Monate infektionsfähig.

Tachyzoit. Er hat sichelförmige Gestalt mit einer Länge von 5-7 µm und Breite von 2-3 µm. Tachyzoiten können sich nur innerhalb von Zellen vermehren, Teilungszeit ist etwa 6-8 Stunden, bei zu hoher Zahl platzt die Zelle und freigesetzte Tachyzoiten infizieren Nachbarzellen oder durch aktive Fortbewegung Zellen in anderen Geweben. Phagozytiert werden sie durch Makrophagen und neutrophile Granulozyten im Blut transportiert. An einem Pol des Tachyzoiten findet sich ein Conoid, darin 8 Organellen (Rhoptrien und Mikronemen, Abb. 7), mit deren Enzymen die animale Zellwand penetriert wird. Tachyzoiten sind labil gegen Austrocknung, Einfrieren und Auftauen sowie saures Milieu [141].

Bradyzoit. Bradyzoiten finden sich in Gewebezysten, sie sind morphologisch unterschiedlich zu Tachyzoiten und vermehren sich sehr langsam. Unter dem Einfluss von z.B. Interferon gamma und Heatshock-Proteinen wandeln sich Tachyzoiten in Bradyzoiten. Eine Gewebezyste kann über 1000 Bradyzoiten enthalten. Im Muskel werden die Bradyzoiten in Gewebezysten durch Erhitzen auf > 67°C und Einfrieren für 24 Stunden bei -20°C inaktiviert. Bradyzoiten können aus der Zyste auswandern und sich in Tachyzoiten wandeln [142]. Bradyzoiten können in Gewebszysten für Jahrzehnte infektionsfähig bleiben [143].

D 1.2 Infektion und Infektionskrankheit

Am Eintrittsort vermehrt sich Toxoplasma im Menschen intrazellulär ohne Präferenz für irgendwelche Zellen, sei es als Sporozoiten, Tachyzoiten oder Bradyzoiten. Erster Auffangort für freigesetzte Toxoplasmen sind die regionalen Lymphknoten. Im Lymphknoten entsteht das Bild einer Histiozytose, begleitet von Mikroabszessen und Granulomen mit Langerhans-Riesenzellen. In Phagozyten können Tachyzoiten überleben, wenn sie die parasitophore Vakuole bilden, die vor der Fusion mit den Lysosomen schützt. Auch wenn Immunität aufgebaut ist, können intrazellulär oder in Gewebszysten liegende Protozoen nicht abgebaut werden. Bei 10 % der Seropositiven lassen sich solche Zysten in Gehirn, Auge, Herz- oder Skelettmuskel nachweisen [144].

Beim Immungesunden führt die Infektion mit Toxoplasma zur chronischen oder latenten Infektion. Aus den Gewebszysten können gelegentlich Bradyzoiten freigesetzt werden [144]. Die Infektion mit Toxoplasma führt zur humoralen und zellulären Immunität, die lebenslang bestehen bleibt durch Boosterung durch endogene oder exogene Reinfektion. Mit Aufbau der Immunität werden Toxoplasmen aus der Blutbahn eliminiert. Interferon gamma ist wesentlich am Aufbau der Immunität beteiligt [145]. Antikörper der Klassen IG, A, M und E werden gebildet. Patienten mit dem Zelloberflächenmarker HLA-DQ3 haben eine höhere Wahrscheinlichkeit, eine Enzephalitis zu entwickeln [146].

Typische Zeichen der Erstinfektion treten nur in 10-20% der Infizierten auf. Häufig finden sich Schwellung von zervikalen Lymphknoten, die induriert und bis zu 3 cm groß sind, begleitet von Fieber, Nachtschweiß, Unwohlsein und Muskelschmerzen. Das klinische Bild ähnelt dem der Mononuldeose durch EBV (Epstein-Barr-Virus) und CMV (Cytomegalievirus). Differentialdiagnostisch sind maligne Lymphome wie z.B. Morbus Hodgkin abzuldären. Die Lymphknotenschwellung kann Monate andauern [138].

D 1.3 Epidemiologie

Toxoplasma gondii ist weltweit verbreitet.

Der Mensch infiziert sich im Wesentlichen über die Nahrung durch Verzehr von rohem oder unzureichend gegartem Fleisch, kontaminiertem Gemüse und Wasser oder Verschlucken von Oozysten, z.B. mit Staub. Auch aus Hühnereiern konnte Toxoplasma isoliert werden [147]. Über rohe Ziegenmilch können Tachyzoiten übertragen werden und zur Infektion führen [148].

Die maternofetale Infektion ist in Deutschland selten (2007 - 20 gemeldete Fälle, 2006 - 10 Fälle, 2005 - 18 Fälle, 2004 - 16 Fälle, 2003 - 19 Fälle, 2002 - 17 Fälle und 2001 - 37 Fälle, Daten Robert Koch-Institut). Toxoplasma-Übertragung über Bluttransfusion und Organtransplantation ist vorgekommen (siehe D 3.5), ebenfalls über Nadelstichverletzung [149].

Arthropoden, die sich auch von Kot ernähren (Koprophilie), wie Kakerlaken (Küchenschaben) und Fliegen, können, wenn auch sehr selten, Überträger sein, wenn sie offene Wunden oder die Schleimhaut kontaminieren. Insofern kann auch Toxoplasma zu den Arboprotozo en gezählt werden. Mit zunehmendem Lebensalter steigt beim Menschen die Toxoplasma-Antikörper-Inzidenz an; eine Geschlechtsabhängigkeit besteht nicht [138].

Die Toxoplasma-Seroprävalenz kann in Westeuropa und Afrika (Uganda, Zambia) bis 50 und 70 % betragen [150, 151]. In Frankreich waren 1215 (72,2 %) von 1683 HIV-Infizierten seropositiv für Toxoplasma [152]. In den USA ist die Prävalenz niedriger als in Europa. Unter Rekruten der US-Armee waren 1989 etwa 9,5 % seropositiv, 1965 waren es 14,4 %. Frauen im gebärfähigen Alter waren in San Francisco, CA, im Jahr 2003 zu 9 % positiv.

D 1.4 Nachweismethoden und Aussagekraft

Zum Nachweis der akuten Infektion ist die NAT (Amplifikation von Toxoplasma-DNA) in Blut oder anderen Körperflüssigkeiten die geeignetste Methode. Ein negatives NAT-Ergebnis sagt jedoch nicht aus, dass keine Toxoplasma-Infektion besteht, da Toxoplasma in Blut und Gewebe nicht gleichmäßig verteilt ist. Tachyzoiten können bei akuter Infektion in histologischen Präparaten vor allem der Lymphknoten nachgewiesen werden. Für den Nachweis der chronischen Infektion bzw. der Exposition ist die IgG-Antikörperbestimmung am besten geeignet.

Antikörpernachweis

Mit Antikörpertesten wird auch unter Blutspendern eine hohe Zahl von Exponierten erfasst. Die Teste sind nicht geeignet, infektiöse von nichtinfektiösen Spenden zu unterscheiden. Der Sabin-Feldman-Test wird kaum noch durchgeführt. Der meist verwendete Test ist der ELISA, der nicht frei von falsch negativen und falsch positiven Ergebnissen ist. Als Bestätigungstest kann der Immunoblot verwendet werden, der von verschiedenen Herstellern angeboten wird und eine Sensitivität von 52-67 % erreicht bei einer Spezifität von 96-99 %, wenn postnatal die Diagnose einer kongenitalen Infektion gestellt werden soll [153]. In einer weiteren Untersuchung wurden mit dem Westernblot eine Sensitivität von 82 % und eine Spezifität von 97% erreicht. Neuere Teste haben eine Sensitivität von 99 % und eine Spezifität von wo % [154] Mit einer zweidimensionalen Immunoblot-Untersuchung kann die Differenzierung genauer vorgenommen werden [155]. Der Aviditätstest gibt nur im begrenzten Umfang einen Hinweis auf die Dauer der Infektion [156].

IgM-Antikörper fallen nach 12-18 Monaten nach erfolgter Immunreaktion wieder ab, IgA-Antikörper können für 6-9 Monate bis zu über einem Jahr persistieren [138, 156]. Die IgM-Teste haben eine geringe Spezifität, auch wenn sie nach dem Sandwich-Prinzip aufgebaut sind [157]. Es ist berichtet worden, dass für die Differenzierung einer akuten von der chronischen Infektion die IgE-Antikörperbestimmung besser geeignet ist als die IgM-Bestimmung [158]. Eine IgE-Bestimmung kann zur Abklärung einer akuten Infektion wertvoll sein, da die IgE-Antikörper nach 4-6 Monaten abfallen, die IgM-Antikörper aber erst nach 12-18 Monaten [156].

Abb.8 Sichelförmige Toxoplasmen, die in Kulturzellen vermehrt wurden und unter Lyse der Zelle in den Zellüberstand gewandert sind. May-Grünwald-Giemsa-Färbung. Präparat aus dem Friedrich-Löffler-Institut für Medizinische Mikrobiologie, Universitätsklinikum Greifswald

Anzucht

Zur Erregerisolierung eignet sich die Inokulation der Maus oder die Zellkultur. Die Zellkultur ist einfacher und schneller, im gefärbten Ausstrich können Tachyzoiten nach 3-6 Tagen nachgewiesen werden (Abb. 8). Als Zellen eignen sich periphere mononukleäre Zellen des Blutes von Nicht- Toxoplasma-Exponierten oder Granulozyten, die alle 2-3 Tage nachgegeben werden müssen. Ein gut etabliertes Zellsystem verwendet Fibroblasten der Zelllinie MRC5 [159].

Antigennachweis

ELISA und Agglutinationstest: Ein Antigentest, der wahrscheinlich nur Tachyzoiten erkannte, ist 1982 beschrieben worden [160], aber nicht kommerzialisiert worden. Diese Teste sind in den 1980er Jahren beschrieben worden und heute durch die NAT (nucleic acid testing) ersetzt.

Mikroskopie: Im mikroskopischen Präparat sind Tachyzoiten in der Giemsa-Färbung zu finden, wenn sie in großer Zahl vorhanden sind. Um die Sensitivität zu erhöhen, wurden fluoreszierende Antikörper verwendet, die allerdings auch mehr unspezifische Anfärbung verursachten [161].

Genomnachweis durch NAT (nucleic acid testing)

Viele Verfahren für die Toxoplasma-DANN-PCR sind beschrieben, vor allem zum Nachweis von Toxoplasma bei AIDS-Patienten [162, 163]. Zur Amplifikation werden Primer aus dem Bi-Gen von Toxoplasma verwendet, das mehrfach (meist 5-fach) im Protozoon vorhanden ist [68]. Neuere Verfahren verwenden die realtime PCR [164]. Die Sensitivität hängt von der Parasitendichte im Präparat ab. Mit der realtime PCR kann eine Sensitivität von 64% und Spezifität von fast 100 % erreicht werden [165].

Die PCR kann zur Genotypisierung von Toxoplasma verwendet werden [166], wobei die Differenzierung durch Amplifikation von 5 verschiedenen Genen erfolgt. Werden verschiedene PCR miteinander verglichen, ist die realtime PCR das schnellste und die FRET (fluorescence resonance energy transfer) bzw. nested PCR das sensitivste Verfahren [167]. Die PCR wird für den Toxoplasma-Nachweis im Blut sensitiver, wenn Leukozyten für die Nuldeinsäure-Extraktion verwendet werden. Aus angereicherten Leukozyten kann Toxoplasma entsprechend etwa 200 µ l Blut nach einer Lagerzeit von 1-6 Tagen nachgewiesen werden [168].

D 2 Blut- und Plasmaspender

D 2.1 Prävalenz und Inzidenz bei Spenderkollektiven

Die Prävalenz ist abhängig von der endemischen Region, der Exposition gegenüber Tieren, insbesondere Katzen, und dem Lebensalter und entspricht im Wesentlichen der Prävalenz in der Normalbevölkerung (siehe D 1.3). So wurde unter hämatopoetischen Stammzellspendern eine Antikörper-Prävalenz von 0,3-7,6 % angegeben [169]. Unter Blutspendern in Thailand wurde im Jahr 2000 eine Toxoplasma-Antikörper-Prävalenz von 4,9 % gefunden [170] und unter Blutspendern im Kanton Zürich, Schweiz, im Jahr 1995 eine Prävalenz von 52 %, bei Frauen zwischen 20 und 40 Jahren von 40 % [171].

D 2.2 Definition von Ausschlusskriterien

Zum Ausschluss potenziell infektiöser Spenden gelten die allgemeinen Ausschlusskriterien für Blutspender sowie zusätzlich die Rückstellung nach Abklingen der Symptome einer Toxoplasmose für 6 Monate nach den Richtlinien der Bundesärztekammer und des Paul-Ehrlich-Instituts [29, 30]. Für eine akute Toxoplasma-Infektion sind insbesondere Fieber, Unwohlsein, Abgeschlagenheit und zervikale Lymphknotenschwellung charakteristisch.

D 2.3 Spendertestung und Aussagekraft

Eine Testung von Spendern auf Toxoplasma-Antikörper oder Toxoplasma-NAT wird derzeit nicht vorgenommen, sie ist aufgrund der fehlenden Berichte über Toxoplasma-Infektionen im Empfängerkollektiv nach Bluttransfusion auch derzeit nicht angezeigt.

D 2.4 Spenderbefragung

Spender werden nach Entzündungszeichen, besonders Fieber und Lymphknotenschwellung befragt und nach einer bekannten Toxoplasma-Infektion, nicht aber nach Haustierkontakt oder Genuss von unzureichend gegartem Fleisch.

D 2.5 Spenderinformation und -beratung

Da die Toxoplasma -Infektion und das Toxoplasmaassoziierte Krankheitsbild bei Blutspendern sehr selten sind, besteht für eine Spender-Beratung innerhalb des Blutspendedienstes derzeit keine Notwendigkeit. Sie kann bei Bedarf in einem infektiologischen Zentrum in Deutschland gegeben werden.

D 3 Empfänger

Empfänger haben wie Spender eine Durchseuchung, die der Normalbevölkerung entspricht, mit regionalen Unterschieden und der beschriebenen altersabhängigen Zunahme der Seropositivität. Bei einer Infektion im Empfänger ist zu unterscheiden zwischen einer Neuinfektion, Reinfektion und Reaktivierung. Eine Unterscheidung ist nur möglich, wenn serologische Vorbefunde vorhanden sind.

D 3.1 Prävalenz und Inzidenz von blutassoziierten Infektionen und Infektionskrankheiten bei Empfängerkollektiven

Das Empfängerkollektiv in Deutschland hat je nach Nahrungskonsum-Verhalten und Alter eine Antikörperprävalenz von 20-30 %, teilweise auch höher bis 50 und 70 %, wie in der Schweiz gefunden [171]. Im Gegensatz dazu wurde in den USA eine Prävalenz von 9 bis 14 % beschrieben [138] (siehe D 1.3).

D 3.2 Abwehrlage (Resistenz, vorhandene Immunität, Immunreaktivität, Alter, exogene Faktoren)

Die immunologische Abwehrlage ist für die Beherrschung der Toxoplasma-Infektion von wesentlicher Bedeutung. AIDS-Patienten mit einer CD4-Zellzahl von < 200/µl entwickeln durch endogene Reaktivierung häufig eine zerebrale oder pulmonale Toxoplasmose, die unbehandelt tödlich verläuft [172].

D 3.3 Schweregrad und Verlauf der Erkrankung

Bei gestörter Immunantwort, auch unter Chemotherapie, vermehrt sich Toxoplasma im Körper weiter und kann auch noch 3 Jahre nach Knochenmarktransplantation zu florider Erkrankung führen [159] Über Leber-Transplantat kann Toxoplasma übertragen werden und zur Pneumonie führen [173]. Eine Pneumonie kann selten auch in immunkompetenten Personen auftreten [174]. Zerebrale Toxoplasmose verläuft bei Immunsupprimierten tödlich, wenn sie nicht ausreichend schnell erkannt und behandelt wird [175]. Die schwere Immunsuppression nach Stammzell- und Knochenmarks-Transplantation kann im Einzelfall ein Testen auf Toxoplasma-Antikörper in Spender und Empfänger erfordern [175].

D 3.4 Therapie und Prophylaxe

Medikamente hemmen die Tachyzoiten am Wachstum, schädigen jedoch nicht die Bradyzoiten in den Gewebszysten. Pyrimethamin als Folsäure-Antagonist ist das wirksamste Medikament, welches mit Sulfadiazin oder Clindamycin kombiniert werden sollte. Die Therapiedauer ist wenigstens 3 Wochen. Einerseits wirken auch Azithromycin, Clarithromycin, Atovaquone, Dapsone und Trimethoprim-Sulfomethroxazol, andererseits aber liegt über die Therapiedauer mit diesen Medikamenten wenig Erfahrung vor [138]. Während der Schwangerschaft kann Spiramycin erfolgreich gegeben werden. Bei schwerer Immunsuppression wird unterstützend Interferon gamma gegeben, welches mit Roxithromycin oder Pyrimethamin bzw. Azithromycin kombiniert wird.

D 3.5 Übertragbarkeit

Toxoplasma kann in Citrat-Blut bei 4°C für > 50 Tage überleben [138]. Toxoplasma wurde durch Vollblut und durch Leukozytenkonzentrat übertragen, wobei Leukozyten das Risiko der Übertragung erhöhen [176]. Auch über Organtransplantation kann Toxoplasma übertragen werden [177]. Neben der Übertragung kann bei seropositiven Transplantierten auch eine Reaktivierung auftreten. Bei der Übertragung von hämatopoetischen Stammzellen wurde bei autologer Transplantation keine Toxoplasma-Infektion übertragen (0 von 6787), dagegen bei allogener Transplantation in 0,97 % (41 von 4231) [178]. Pyrimethamin-Prophylaxe kann die Toxoplasma-Infektion nach Transplantation mit > 80 % Wahrscheinlichkeit verhindern.

47 Laborinfektionen durch Toxoplasma sind beschrieben worden, 14 davon durch Stichverletzungen, 12 ohne erfasstes Unfallereignis, 8 durch Benetzung der Schleimhaut, 8 durch Aufnahme von Oozysten. Die mittlere Inkubationszeit lag bei 8,5 Tagen, mit einem Bereich von 2 Tagen bis 2 Monate; die meisten Verunfallten hatten eine Inkubationszeit von < 13 Tagen [42].

D 3.6 Häufigkeit der Applikation sowie Art und Menge der Blutprodukte

Nicht Leukozytendepletierte Blutkonserven haben ein höheres Risiko der Übertragung von Toxoplasmagondii-Tachyzoiten. Das höchste Risiko besteht für Granulozytenkonzentrate [176] . Je mehr Spender für die Herstellung eines Granulöozytenpräparates herangezogen werden, desto höher ist das Risiko der Toxoplasma-Kontamination. Plasmaprodukte enthalten keine lebensfähigen Tachyzoiten, da sie während des Herstellungsprozesses und durch die Sterilfiltration eliminiert werden.

D 4 Blutprodukte

D 4.1 Belastung des Ausgangsmaterials und Testmethoden

Zellhaltige Blutprodukte können Toxoplasma enthalten, die Wahrscheinlichkeit einer Belastung ist besonders hoch, wenn sich ein Spender in der Akutphase der Infektion oder in einer chronisch rezidivierenden Phase des Infektionsverlaufes befindet.

D 4.2 Möglichkeiten zur Abtrennung und Inaktivierung von Infektionserregern

Nachdem die Tachyzoiten von Toxoplasma hauptsächlich in Phagozyten vorkommen, lassen sich die Protozoen über die Leukozytendepletion wirksam (> 3 log₁₀) entfernen. Thermoinaktivierung ist ab 67°C effizient [179], dieses Verfahren ist für zelluläre Blutprodukte und Plasmaderivate nicht anwendbar. Eine Abtrennung und Inaktivierung von Tachyzoiten erfolgt bei der Fraktionierung und Sterilfiltration von Plasmaproteinen. Bei Verwenden von sterilfiltriertem Frischplasma ist Toxoplasma ohne Bedeutung, da der Erreger aufgrund seiner Größe im Filter zurückgehalten wird [165]. Gefrorenes Frischplasma überträgt Toxoplasma nicht, da der Erreger bei Temperaturen < -20°C seine Infektiosität verliert. Bei der Fraktionierung von Plasma zur Herstellung von z.B. Gerinnungsfaktoren und Immunglobulin werden Toxoplasmen abgereichert und/ oder inaktiviert.

D 4.3 Praktikabilität und Validierbarkeit der Verfahren zur Eliminierung/Inaktivierung von Infektionserregern

Da Toxoplasma in Zellkultur vermehrt werden kann, ist ein Speiken von Blut und Blutprodukten möglich. Der wesentliche Aspekt bei der Taxoplasma-Kontamination ist jedoch das Wachstum in Phagozyten, welches über ein einfaches Speiken nicht simuliert werden kann und spezielle Kulturbedingungen und ein Speiken mit infizierten Leukozyten erfordert. Ein Zusetzen von infizierten MRC5-Zellen [159] aus der Zellkultur kommt dem natürlichen Infektionsprozess jedoch wenig nahe. Wenn die Abreicherung oder Inaktivierung in Plasma geprüft werden soll, kann ein Speiken von Plasma mit in Kulturzellen angereicherten Toxoplasmen weiterführend sein, analog zum Speiken mit Babesia [132]. Spezifische Verfahren zur Elimination oder intrazellulären Inaktivierung sind bisher nicht beschrieben worden.

D 5 Bewertung

Toxoplasma gondii ist weltweit verbreitet, und je nach untersuchter menschlicher Population kann eine Infektionsprävalenz von bis zu 80 % vorkommen. Die Infektion kommt nach erfolgreicher Immunantwort zum Stillstand, kann aber bei Immunschwäche reaktiviert werden. Eine Therapie ist nur gegen Tachyzoiten vorhanden, die Medikamentengabe kann Toxoplasmen, die sich im Ruhezustand befinden, nicht inaktivieren.

Bisher sind in Deutschland keine Infektionen durch Bluttransfusion berichtet worden. Folglich scheint das Regime der Spenderauswahl und die Leukozytendepletion derartige Infektionen zu verhindern. Somit sind keine zusätzlichen Maßnahmen, wie z.B. routinemäßiges Testen auf Taxoplasma-Antikörper, erforderlich.

Dieses Papier wurde fertig gestellt am 28.8.2008 und vom Arbeitskreis Blut am 29.10.2008 verabschiedet. Es wurde erarbeitet von den Mitgliedern der Untergruppe "Bewertung Blutassoziierter Krankheitserreger" des Arbeitskreises Blut:

Prof. Dr. Lutz Gürtler, Dr. Johannes Blümel, Prof. Dr. Reinhard Burger, Prof. Dr. Christian Drosten, Dr. Albrecht Gröner, Dr. Margarethe Heiden, PD Dr. Martin Hildebrandt, Prof. Dr. Dr. Bernd Jansen, Dr. Thomas Montag-Lessing, Dr. Ruth Offergeld, Prof. Dr. Georg Pauli, Prof. Dr. Rainer Seitz, Dr. Uwe Schlenkrich, Dr. Volkmar Schottstedt, Dr. Johanna Strobel, Dr. Hannelore Willkommen, Prof. Dr. Carl-Heinz Wirsing von König

Literatur

1. Blümel J, Burger R, Drosten C, et al. (2008) Malaria. Transfus Med Hemother 35:122-134
2. Pozio E (2008) Epidemiology and control prospects of foodborne parasitic zoonoses in the European Union. Parasitologia 50:17-24
3. Kotton CN (2007) Zoonoses in solidorgan and hematopoietic stem cell transplant recipients. Clin Infect Dis 44:857-866
4. Cox FE (2002) History of human parasitology. Clin Microbiol Rev 15:595-612
5. Hoare CA (1938) Early discoveries regarding the parasites of oriental sore.Trans Roy Soc Trop Med Hyg 32:67-92
6. Jeronimo SM, Sousa ADQ Pearson RD (2005) Leishmania species: visceral (Kala-Azar), cutaneous, and mucocutaneous leishmaniasis. In: Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds) Principles and practice of infectious diseases, 6th ed, Elsevier. Churchill, Livingstone, pp 3145-3156
7. Burgess NRH, Cowan GO (1993) Medical Entomology. Chapman and Hall, London
8. Grogl M, Daugirda JL, Hoover DL, et al. (1993) Survivability and infectivity of viscerotropic Leishmania tropica from Operation Desert Storm participants in human blood products maintained under blood bank conditions. Am 1Trop Med Hyg 49: 308-315
9. Cardo L.1 (2006) Leishmania: risk to the blood supply.Transfusion 46:1641-1645
10. Moradpour D, Markwalder K, Greminger P, Lüthy R (1990) Visceral leishmaniasis as an opportunistic infection.Case report and literature review. Schweiz Rundsch Med Prax 79:921-926
11. Martin-Sänchez Navarro-Mari JM, Pasquau-Liario 1, et al. (2004) Visceral leishmaniasis caused by Leishmania infantum in a Spanish patient in Argentina:What is the origin of the infection? Case report. BMC Infect Dis 4:20
12. Alvar 1, Aparicio P, Aseffa A, et al. (2008) The relationship between leishmaniasis and AIDS: the second 10 years. Clin Microbiol rev 21:334-359
13. Herrmann A, Wohlrab 1, Sudeck H, et al. (2007) Chronic lupoid leishmaniasis. A rare differential diagnosis in Germany for erythematous infiltrative facial plaques. Hautarzt 58:256-260
14. Weitzel T, Mühlberger N, JelinekT, et al. (2005) Surveillance importierter Infektionen in Deutschland (SIMPID) Surveillance Network. Imported leishmaniasis in Germany 2001-2004: data of the SIMPID surveillance network. Eur Clin Microbiol Infect Dis 24:471-476
15. Harms G, Schönian G, Feldmeier H (2003) Leishmaniasis in Germany. Emeig Infect Dis 9:872-875
16. Bogdan C, Schönian G, Bariuls AL, et al. (2001) Visceral leishmaniasis in a German child who had never entered a known endemic area: case report and review of the literature. Clin lnfect Dis 32: 302-306
17. Harms-Zwingenberger G, Bienzle U (2007) Nach Deutschland importierte Leishmaniosen. Dtsch Ärzteblatt 104:A3108-A3113
18. Bruckner DA, Labarca JA (2003) Leishmania and trypanosoma. In: Murray PR, Baron EJ, Jorgensen JH, et al. (eds.) Manual of clinical microbiology, 8th ed. ASM Press, Washington, 1960-1969
19. Lima HC, Bleyenberg JA, Titus RG (1997) A simple method for quantifying Leishmania in tissues of infected animals. Parasitol Today 13:80-82
20. Le FichouxY,Quaranta JF, Aufeuvre JP, et al. (1999) Occurrence of Leishmania infantum parasitemia in asymptomatic blood donors living in an area of endemicity in southern France.1Clin Microbiol 6:1953-1957
21. Disch 1, Caligiorne RB, Maciel F, et al. (2006) Single
    step duplex kDNA-PCR for detection of Leishmania
    donovani complex in human peripheral blood
    samples. Diagn Microbiol lnfect Dis 56:395-400
22. Mary C, Faraut F, Lascombe L, Dumon H (2004) Quantification of Leishmania infantum DNA by a real time PCR assay with high sensitivity.1Clin Microbiol 42:5249-5255
23. Wortmann G, Hochberg L, Houng HH, et al. (2005) Rapid identification of Leishmania complexes by a realtime PCR assay. Am J Med Hyg 73:999-1004
24. Castilho TM, Shaw JJ, Floeter-Winter LM (2003) New PCR assay using glucose-6-phosphate dehydrogenase for identification of Leishmania species. J Clin Microbiol 41:540-546
25. Foulet F, Botterel F, Buffet P, et al. (2007) Detection and identification of Leishmania species from clinical specimens by using a realtime PCR assay and sequencing of the cytochrome B gene. J Clin Microbiol 45:2110-2115
26. Selvapandiyan A, Duncan R, Mendez 1, et al. (2008) A leishmania minicircle DNA footprint assay for sensitive detection and rapid speciation of clinical isolates.Transfusion 48:1787-1798
27. Braz RF, Nascimento ET, Martins DR, et al. (2002) The sensitivity and specificity of Leishmania chagasi recombinant K39 antigen in the diagnosis of American visceral leishmaniasis and in differentiating active from subclinical infection. Am 1Trop Med Hyg 67:344-348
28. Suffla I, Quaranta JF, Eulalio MC, et al. (1995) Human T-cell activation by 14- and 18-kilodalton nuclear proteins of Leishmania infantum. Infect Immun 63:3765-3771
29. Bundesanzeiger (2005) Bekanntmachung der Richtlinien zur Gewinnung von Blut und Blutbestandteilen und zur Anwendung von Blutprodukten (Hämotherapie) gemäß §§ 12 und 18 des Transfusionsgesetzes (TFG) (Novelle 2005) vom 19. September 2005 ISSN 0720-6100 G 1990, Jahrgang 57. Ausgegeben am Sonnabend, dem 5. November 2005, Nummer 209a
30. Bundesanzeiger (2007) Bekanntmachung der Richtlinien zur Gewinnung von Blut und Blutbestandteilen und zur Anwendung von Blutprodukten (Hämotherapie) gemäß §§ 12 und 18 des Transfusionsgesetzes (TFG) (Änderungen und Ergänzungen 2007) vom 17. April 2007. Bundesanzeiger Nr 92,10.5.2007, S. 5075
31. Reesink HW, Engelfriet CP, Wendel S, et al. (2004) Are current measures to prevent transfusionassociated protozoal infections sufficient? Vox Sang 87:125-138
32. Matheron S, Cabie A, Parquin F, et al. (1992) Visceral leishmaniasis and HIV infection: unusual presentation with pleuropulmonary involvement, and effect of secondary prophylaxis. AIDS 6: 238-240
33. Alvar 1, Canavate C, Gutierrez-Solar B, et al. (1997) Leishmania and human immunodeficiency virus coinfection: The first 10 years. Clin Microbiol Rev 10:298-319
34. Bhattacharya SK, Sinha PK, Sundar S, et al. (2007) Phase 4 trial of miltefosine for the treatment of lndian visceral Leishmaniasis.1 Infect Dis 196: 591-598
35. Jha TK, Sundar S,Thakur CP, et al. (1999) Miltefosine, an oral agent, for the treatment of Indian visceral leishmaniasis. N Engl Med 341:1795-1800
36. Arevalo I, Tulliano G, Quispe A, et al. (2007) Role of imiquimod and parenteral meglumine antimoniate in the initial treatment of cutaneous leishmaniasis. Clin Infect Dis 44:1549-1554
37. Coelho AC, Messier N, Ouelette M, Cotrim PC (2007) Role of the ABC transporter PRP1 (ABCC7) in pentamidine resistance in Leishmania amastigotes. Antimicrob Agents Chemother 51:3030-3032
38. Ribeiro RR, Moura EP, Pimentel VM, et al. (2008) Reduced tissue parasite load and infectivity to sand flies in dogs naturally infected by Leishmania chagasi following treatment with a liposome formulation of meglumine antimoniate. Antimicrob Agents Chemother 52:2564-2572
39. Dey A, Singh S (2006) Transfusion transmitted leishmaniasis: a case report and review of literature. lndian J Med Microbiol 24:165-170
40. Luz KG, da Silva VO, Gomes EM, et al. (1997) Prevalence of anti-Leishmania donovani antibody among Brazilian blood donors and multiple transfused hemodialysis patients. Am JTrop Med Hyg 57:168-171
41. Terry LL, Lewis JL Jr, Sessoms SM (1950) Laboratory infection with Leishmania donovani; a case report. Am 1Trop Med Hyg 30:643-649
42. Herwaldt BL (2001) Laboratoryacquired parasitic infections from accidental exposures. Clin Microbiol Rev 14:659-688
43. Cardo LJ, Salata J, Harman R, et al. (2006) Leukodepletion filters reduce Leishmania in blood products when used at collection or at the bedside.Transfusion 46:896-902
44. Mathur P, Samantaray JC (2004) The first probable case of platelet transfusiontransmitted visceral leishmaniasis.Transfus Med 14:319-321
45. Cervia JS,Wenz B, Ortolano GA (2007) Leukocyte reduction's role in the attenuation of infection risks among transfusion recipients. Clin Infect Dis 45:1008-1013
46. Wagner SJ, Skripchenko A, Salata 1, Cardo L.1 (2006) Photoinactivation of Leishmania donovani infantum in red cell suspensions by a flexible thiopyrylium sensitizer. Vox Sang 91:178-180
47. Eastman RT, Barrett LK, Dupuis K, et al. (2005) Leishmania inactivation in human pheresis platelets by a psoralen (amotosalen HCI) and longwavelength ultraviolet irradiation.Transfusion 45:1459-1463
48. Cardo LJ, Rentas FJ, Ketchum L, et al. (2006) Pathogen inactivation of Leishmania donovani infantum in plasma and platelet concentrates using riboflavin and ultraviolet light. Vox Sang 90:85-91
49. Mühlpfordt H (1975) Vergleichende elektronenmikroskopische Untersuchung über die Markierung von Leishmania donovani, Leishmania tropica, und Leishmania braziliensis mit Ferritin.Tropenmed Parasitol 26:385-389
50. Gasser RA Jr, Magill AJ, Oster CN,Tramont EC (1991) The threat of infectious disease in Americans returning from Operation Desert Storm. N Engl Med 324:859-864
51. Umezawa ES, Simonsen Stolf AM, Corbett CEP, Shikanai-Yasuda MA (2000) Chagas' disease. Lancet 357:797-799
52. Chagas C (1909) Nova tripanosomiase humana. Estudos sobre el morfolojia e o ciclo evolutivo do Schizotrypanum cruzi n. gen., n. sp., ajente etiolojico de nova entidade mörbida do homem - Über eine neue Trypanosomiasis des Menschen. Studien über Morphologie und Entwicklungszyklus des Schizotrypanum cruzi n. gen., n. sp., Erreger einer neuen Krankheit des Menschen. Mem Inst Oswaldo Cruz 1:159-218
53. Atkin (1734) The navy surgeon or a practical system of surgery. Caesar Ward and Richard Chandler, London, United Kingdom
54. Nepveu G (1898) Sur un trypanosome dans le sang de l'homme. Compt Rend Soc Biol (Marseille) 5:1172-1174
55. Kirchhoff LV (2005)Trypanosoma species (American trypanosomiasis, chagas disease): Biology of trypanosomes. In: Mandell GL, Benett JE, Dolin R (eds.) Principles and practice of infectious diseases, 6th edition. Elsevier Churchill, pp 3156-3164
56. Manson'sTropical Medicine 21 edition (2002) Elsevier; Amsterdam
57. Crovato F, Rebora A (1997) Chagas'disease: a potential plague for Europe? Dermatology 195:184-185
58. JelinekT, Bisoffi Z, Bonazzi L, et al. (2002) European Network on Imported Infectious Disease Surveillance. Cluster of African trypanosomiasis in travelers to Tanzanian national parks. Emerg Infect Dis 8:634-635
59. Chappuis F, Loutan L, Simarro P, et al. (2005) Options for field diagnosis of human African trypanosomiasis. Clin Microbiol Rev 18:133-146
60. Oelemann W, Vanderborght BO, Verissimo Da Costa GC, et al. (1999) A recombinant peptide antigen line immunoassay optimized for the confirmation of Chagas' disease. Transfusion 39:711-717
61. Umezawa ES, Bastos SF, Coura JR, et al. (2003) An improved serodiagnostic test for Chagas'disease employing a mixture of Trypanosoma cruzi recombinant antigens.Transfusion 43:91-97
62. Roddy P, Goiri J, Flevaud L, et al. (2008) Field evaluation of a rapid immunochromatographic assay for detection of trypanosoma cruzi infection by use of whole blood. J Clin Microbiol 46:2022-2027
63. Jamonneau V, Solano P, Garcia A, et al. (2003) Stage determination and therapeutic decision in human African trypanosomiasis: value of polymerase chain reaction and immunoglobulin M quantification on the cerebrospinal fluid of sleeping sickness patients in Cöte d'Ivoire.Trop Med Int Health 8:589-594
64. Schuster FL, Sullivan JJ (2002) Cultivation of clinically signiflcant hemoflagellates. Clin Microbiol Rev 15:374-389
65. Coimbra VC,Yamamoto D, Khusal KG, et al. (2007) Enucleated L929 cells support invasion, differentiation and multiplication of Trypanosoma cruzi parasites. Infect Immun 75:3700-3706
66. Neva FA, Malone MF, Myers BR (1961) Factors influ-
    encing the intracellular growth of Trypanosoma
    cruzi in vitro. Am 1Trop Med Hyg 10:140-154
67. Novy FG, McNeal WJ (1904) On the cultivation of Trypanosoma brucei.J Infect Dis 1:1-30
68. Wickstead B, Ersfeld K, Gull K (2003) Repetitive elements in genomes of parasitic protozoa. Microbiol Mol Biol Rev 67:360-375
69. Kirchhoff LV, Votava JR, Ochs DE, Moser DR (1996) Comparison of PCR and microscopic methods for detecting Trypanosoma cruzi. J Clin Microbiol 34:1171-1175
70. Sturm NR, Degrave W, Morel C, Simpson L (1989) Sensitive detection and schizodeme classification of Trypanosoma cruzi cells by amplification of kinetoplast minicircle DNA sequences: use in diagnosis of Chagas disease. Mol Biochem Parasitol 33:205-214
71. Wincker P, Britto C, Pereira JB, et al. (1994) Use of a simplified polymerase chain reaction procedure to detect Trypanosoma cruzi in blood samples from chronic chagasic patients in a rural endemic area. Am JTrop Med Hyg 51:771-777
72. Coronado X, Zulantay I, Reyes E, et al. (2006) Comparison of Trypanosoma cruzi detection by PCR in blood and dejections of Triatoma infestans fed on patients with chronic Chagas disease. Acta Trop 98:314-317
73. Galväo LMC, Chiari E, Macedo AM, et al. (2003) PCR assay for monitoring Trypanosoma cruzi parasitemia in childhood after specific chemotherapy. J Clin Microbiol 41:5066-5070
74. Solar' A, Ortiz S, Soto A, et al. (2001) Treatment of Trypanosoma cruziinfected children with nifurtimox: a 3 year followup by PCR. J Antimicrob Chemother 413:515-519
75. Martins HR, Silva RM, Valadares HM, et al. (2007) Impact of dual infections on chemotherapeutic efficacy in BALB/c mice infected with major genotypes of Trypanosoma cruzi. Antimicrob Agents Chemother 51:3282-3289
76. Simo G, Herder S, Njiokou F, et al. (2005) Trypanosoma brucei s.I.: characterisation of stocks from Central Africa by PCR analysis of mobile genetic elements. Exp Parasitol 110:353-362
77. Becker S, Franco JR, Simarro PP, et al. (2004) Realtime PCR for detection of Trypanosoma brucei in human blood samples. Diagn Microbiol Infect Dis 50:193-199
78. Ravel S, Grebaut P, Cuisance D, Cuny G (2003) Monitoring the developmental status of Trypanosoma brucei gambiense in the tsetse fly by means of PCR analysis of anal and saliva drops. Acta Trop 88:161-165
79. Shulman IA, Appleman MD, Saxena S, et al. (1997) Specific antibodies to Trypanosoma cruzi among blood donors in Los Angeles, California.Transfusion 37:727-731
80. Leiby DA, Read EJ, Lenes BA, et al. (1997) Seroepidemiology of Typanosoma cruzi, etiologic agent of Chagas disease, in US blood donors. J lnfect Dis 176:1047-1052
81. Kirchhoff LV, Paredes P, Lomeli-Guerrero A, et al. (2006)Transfusionassociated Chagas disease (American trypanosomiasis) in Mexico: implications for transfusion medicine in the United States. Transfusion 46:298-304
82. Young C, Losikoff P, Chawla A, et al. (2007) Transfusionacquired Trypanosoma cruzi infection.Transfusion 47:540-544
83. MMWR Weekly (2006) Chagas disease after organ transplantation - Los Angeles, California 2006. MMWR 55:798-800
84. Villalba R, Forn6s G, Alvarez MA, et al. (1992) Acute Chagas'disease in a recipient of a bone marrow transplant in Spain: case report. Clin Infect Dis 14:594-595
85. Schmunis GA, CruzJR (2005) Safety of the blood supply in Latin America. Clin Microbiol Rev 18: 12-29
86. O'Brien SFO, Chiavetta JA, Fan W, et al. (2008) Assessment of a travel question to identify donors with risk of Trypanosoma cruzi: operational validity and field testing.Transfusion 48:755-761
87. Leiby DA, Herron RM, Garratty G, Herwaldt BL (2008) Trypanosoma cruzi parasitemia in US blood donors with serologic evidence of infection. J Infect Dis 198:609-613
88. Frank M, Hegenscheid B, Janitschke K, Weinke T (1997) Prevalence and epidemiological significance of Trypanosoma cruzi infection among Latin American immigrants in Berlin, Germany. Infection 25:355-358
89. Olivares-Illiana V, Rodriguez-Romero A, Becker I, et al. (2007) Perturbation of the dimer interface of triosephosphate isomerase and its effect on trypanosoma cruzi. PLOS Negl Trop Dis 1:e01-e08
90. Uzcätegui NL, Carmona-Gutierrez D, Denninger V, et al. (2007) Antiproliferative effect of dihydroxyacetone on Trypanosoma brucei bloodstream forms: cell cycle progression, subcellular alterations, and cell death. Antimicrob Agents Chemother 51:3960-3968
91. Lejon V, Roger I, Ngoyi DM, et al. (2008) Novel markers for treatment outcome in late stage Trypanosoma brucei gambiense Trypanosomiasis.Clin Infect Dis 47:15-22
92. Castro E, Girones N, BuenoJL, et al. (2007) The efficacy of photochemical treatment with amotosalen HCI and ultraviolet A (Intercept) for inactivation of Trypanosoma cruzi in pooled buffycoat platelets.Transfusion 47:434-441
93. Gelfand JA, Vannier E (2005) Babesia species. In: Mandell GL, Benett JE, Dolin R (eds.) Principles and practice of infectious diseases, 6th edition. Elsevier Churchill, pp 3209-3215
94. White DJ,Talarico J, Chang HG, et al. (1998) Human babesiosis in New York State: Review of 139 hospitalized cases and analysis of prognostic factors. Arch Intern Med 158:2149-2154
95. Hilpertshauser H, Deplazes P, Schnyder M, et al. (2006) Babesia spp. identified by PCR in ticks collected from domestic and wild ruminants in southern Switzerland. Appl Environ Microbiol 72: 6503-6507
96. Gorenflot A, Moubri K, Precigout E, et al. (1998) Human babesiosis. AnnTrop Med Parasitol 92: 489-501
97. Kjemtrup AM, Conrad PA (2000) Human babesiosis: an emerging tickborne disease. Int J Parasitol 30:1323-1337
98. Olmeda AS, Armstrong PM, Rosenthal BM, et al. (1997) A subtropical case of human babesiosis. Acta Trop 67:229-234
99. Häselbarth K,Tenter AM, Brade V, et al. (2007) First case of human babesiosis in Germany - clinical presentation and molecular characterisation of the pathogen. Int J Med Microbiol 297:197- 204
100. Hartelt K, Oehme R, Frank H, et al. (2004) Pathogens and symbionts in ticks: prevalence of Anaplasma phagocytophilum (Ehrlichia sp.), Wolbachia sp., Rickettsia sp. and Babesia sp. in Southern Germany. Int 1 Med Microbiol 293(Suppl 37): 86-92
101. Heile C, Heydorn AO, Schein E (2006) Dermatocentor reticulatus (Fabricius, 1794) -Verbreitung, Biologie und Vektor für Babesia canis in Deutschland. Berl Münch Tierärztl Wschr 119:330-334
102. mäthe A, Vörös K, Papp L, Reiczigel J (2006) Clinical manifestations of canine babesiosis in Hungary (63 cases). Acta Vet Hung 54:367-385
103. Hunfeld KP, Lambert A, Kampen H, et al. (2002) Seroprevalence of Babesia infections in humans exposed to ticks in midwestern Germany. J Clin Microbiol 40:2431-2436
104. Foppa IM, Krause PJ, Spielman A, et al. (2002) Entomologic and serologic evidence of zoonotic transmission of Babesia microti, eastern Switzerland. Emerg Infect Dis 8:722-726
105. Boustani MR, Gelfand JA (1996) Babesiosis. Clin Infect Dis 22:611-615
106. Schuster FL (2002) Cultivation of Babesia and Babesialike blood parasites: agents of an emerging zoonotic disease. Clin Microbiol Rev 15:365-373
107. Grande N, Precigout E, Ancelin ML, et al. (1997) Continuous in vitro culture of Babesia divergens in a serumfree medium. Parasitology 115:81-89
108. Persing DH, Mathiesen D, Marshall WF, et al. (1992) Detection of Babesia microti by polymerase chain reaction. Clin Microbiol 30: 2097-2103
109. 109. Krause PJ,Telford S Spielman A, et al. (1996)
     Comparison of PCR with blood smear and inoculation of small animals for diagnosis of Babesia microti parasitemia. J Clin Microbiol 34: 2791-2794
110. Krause PJ, Spielman A, Telford SR 3'd, et al. (199B) Persistent parasitaemia after acute babesiosis. N Engl J Med 339:160-165
111. Shayan P, Rahbari S (2005) Simultaneous differentiation between Theileria spp. and Babesia spp. on stained blood smear using PCR. Parasitol Res 97:281-2B6
112. Krampitz HE, Buschmann H, Münchoff P (1986) Gibt es latente Babesien-Infektionen beim Menschen in Süddeutschland? Mitt 'Item Ges Tropenmed Parasitol 8:233-243
113. Leiby DA, Chung AP, Cable RG, et al. (2002) Relationship between tick bites and the seroprevalence of Babesia microti and Anaplasma phagocytophila (previously Ehrlichia sp) in blood donors.Transfusion 42:1585-1591
114. Leiby DA, Chung AP, Gill JE, et al. (2005) Demonstrable parasitemia among Connecticut blood donors with antibodies to Babesia microti. Transfusion 45:1804-1810
115. Grabowski EF, Giardina PJ, Goldberg D, et al. (1982) Babesiosis transmitted by a transfusion of frozenthawed blood. Ann Intern Med 96: 466-467
116. Marcus LC,ValigorskyJM, Fanning WL, et al. (1982) A case report of transfusion induced babesiosis.JAMA 248:465-467
117. Mintz ED, Anderson JF, Cable RG, Nadler .IL (1991) Transfusiontransmitted babesiosis: a case report from a new endemic area.Transfusion 31: 365-368
118. Popovsky MA (1991) Transfusiontransmitted babesiosis.Transfusion 31:296-298
119. Homer MJ, Aguilar-Delfin I, Telford SR 3rd, et al. (2000) Babesiosis. Clin Microbiol Rev 13:451-469
120. Kain KC, Jassoum SB, Fong IW, Hannach B (2001) Transfusiontransmitted babesiosis in Ontario: first reported case in Canada. CMAJ 164: 1721-1723
121. Herwaldt BL, Neitzel DF, Gorlin JB, et al. (2002) Transmission of Babesia microti in Minnesota through four blood donations from the same donor over a 6-month period.Transfusion 42: 1154-1158
122. New DL, Quinn JB, Qureshi MZ, Sigler SJ (1997) Vertically transmitted babesiosis.J Pediatr 131: 163-164
123. Lux JZ, Weiss D, Linden JV, et al. (2003) Transfusionassociated babesiosis after heart transplant. Emerg Infec Dis 9:116-119
124. Gupta P, Hurley RW, Helseth PH, et al. (1995) Pancytopenia due to hemophagocytic syndrome as the presenting manifestation of babesiosis. Am Hematol 50:60-62
125. Slovut DP, Benedetti E, Matas AJ (1996) Babesiosis and hemophagocytic syndrome in an asplenic transplant recipient.Transplantation 62:537-539
126. Perdrizet GA, Olson NH, Krause PJ, et al. (2000) Babesiosis in a renal transplant recipient acquired through blood transfusion.Transplantation 70: 205-208
127. Callow LL, Dagliesh RJ, de Vos AJ (1997) Development of effective living vaccines against bovine babesiosis - the longest field trial? Int J Parasitol 27:747-767
128. UsheTC, Palmer GH, Sotomayor L, et al. (1994) Antibody reponse to a Babesia bigemina rhoptryassociated protein 1 surfaceexposed and neutralization sensitive epitope in immune cattle. Infect Immun 62:5698-5701
129. Berens SJ, Brayton KA, MolloyJB, et al. (2005) Merozoite surface antigen 2 proteins of Babesia bovis vaccine breakthrough isolates contain a unique hypervariable region composed of degenerate repeats. Infect Immun 73:7180-7189
130. Leroith T, Brayton KA, MolloyJB, et al. (2005) Sequence variation and immunologic crossreactivity among Babesia bovis merozoite surface antigen 1 proteins from vaccine strains and vaccine breakthrough isolates. Infect Immun 73:5388-5394
131. Gerber MA, Shapiro ED, Krause PJ, et al. (1994) The risk of acquiring Lyme disease or babesiosis from a blood transfusion. Infect Dis 170: 231-234
132. Sing h Y, Sawyer L5, Pinkoski LS, et al. (2006) Photochemical treatment of plasma with amotosalen and longwavelength ultraviolet light inactivates pathogens while retaining coagulation function.Transfusion 46:1168-1177
133. Holman PJ, Waldrup KA, Wagner GG (1988) In vitro cultivation of a Babesia isolated from a whitetailed deer (Odocoileus virginianus). J Parasitol 74:111-115
134. Canning EU, VVinger CM (1987) Babesidiae. In: Taylor AER, Baker JR (eds.) In vitro methods for parasite cultivation. Academic Press, New York, pp 199-229
135. Nicolle C, Manceaux L (1909) Sur un protozoaire nouveau du gondi, Toxoplasma. Arch Inst Pasteur Tunis 2:97-103
136. Splendore A (1909) Sur un nouveau protozoaire parasite du lapin, deuxiäme note präliminaire. Bull Soc Pathol Exot 2:462-465
137. Wolf A, Cowen D (1937) Granulomatous encephalomyelitis due to an encephalitozoon (encephalitozoic encephalomyelitis). A new protozoon disease of man. Bull Neurol Inst New York 6:306-371
138. Montoya JG, Kovacs JA, Remington JS (2005) Toxoplasma gondii. In: Mandell GL, Benett JE, Dolin R (eds.) Principles and Practice of Infectious Diseases, 6th edition, Elsevier Churchill, pp 3170-3198
139. Fuentes I, RubioJM, Ramirez C, Alvar J (2001) Genotypic characterization of Toxoplasma gondii strains associated with human toxoplasmosis in Spain: direct analysis from clinical samples. Clin Microbiol 39:1566-1570
140. Howe DK, Honorä S, Derouin F, Sibley LD (1997) Determination of genotypes of Toxoplasma gondii strains isolated from patients with toxoplasmosis. J Clin Microbiol 35:1411-1414
141. Dubey JP (1998) Advances in the life cycle of Toxoplasma gondii. Int Parasitol 28:1019-1024
142. Ferguson DJ, Hutchison WM, Pettersen E (1989) Tissue cyst rupture in mice chronically infected with Toxoplasma gondii. Parasitol Res 75: 599-603
143. Hill D, DubeyJP (2002) Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clin Microbiol Infect 8:634-640
144. Remington JS, Cavanaugh EN (1965) Isolation of the endocysted form of Toxoplasma gondii from human skeletal muscle and brain. N Engl !Med 273:1308-1310
145. Suzuki Y, Orellana MA, Schreiber RD, Remington JS (1988) Interferongamma: the major mediator of resistance against Toxoplasma gondii. Science 240:516-518
146. Suzuki Y, Wong SY, Grumet FC, et al. (1996) Evidence for genetic regulation of susceptibility to toxoplasmic encephalitis in AIDS patients. lnfect Dis 173:265-268
147. Swartzberg JE, Remington JS (1975) Transmission of Toxoplasma. Am J Dis Child 129:777-779
148. Krauss H, Weber A, Appel M, et al. (2003) Zoonoses. Infectious diseases transmissible from animals to humans, 3rd ed. ASM Press, Washington, pp 307-308
149. Heu HC (1967) Toxoplasmosis transmitted at autopsy. J Am Med Ass 202:284-285
150. Clumeck N (1991) Some aspects of the epidemiology of toxoplasmosis and pneumocystosis in AIDS in Europe. EurJ Clin Microbiol Dis 10: 177-17B
151. Zumla A, Savva D, Wheeler RB, et al. (1991) Toxoplasma serology in Zambian and Ugandan patients infected with the human immunodeficiency virus.Trans R SocTrop Med Hyg B5:227-229
152. Belanger F, Derouin F, Grangeat-Keros L, Meyer L, Hemoco and Seroco Study Groups (1999) Incidence and riskfactors of toxoplasmosis in a cohort of human immunodeficiency virusinfected patients: 1988-1995. Clin Infect Dis 28:575-581
153. Rilling V, Dietz K, Krczal D, et al. (2003) Evaluation of a commercial IgG/IgM Western blot assay for early postnatal diagnosis of congenital toxoplasmosis. EurJ Clin Microbiol Infect Dis 22:174-180
154. FranckJ, Garin YJF, Dumon H (2008) LDBio-Toxo II Immunoglobulin western blot confirmatory test for antitoxoplasma antibody detection. Clin Microbiol 46:2334-2338
155. Nielsen HV, Schmidt DR, Petersen E (2005) Diagnosis of congenital toxoplasmosis by twodimensional immunoblot differentiation of mother and child immunoglobulin G profiles. J Clin Microbiol 43:711-715
156. Kodym P, Machala L, Rohäcovä H, et al. (2007) Evaluation of a commercial IgE ELISA in comparison with IgA and IgM ELISAs, IgG avidity assay and complement fixation for the diagnosis of acute toxoplasmosis. Clin Microbiol Infect 13: 40-47
157. Liesenfeld 0, Press C, Montoya JG, et al. (1997) Falsepositive results in immunoglobulin M (IgM) toxoplasma antibody tests and importance of confirmatory testing: the Platelia Toxo IgM test. J Clin Microbiol 35:174-178
158. Foudrinier F, Villena I, Jaussaud R, et al. (2003) Clinical value of specific immunoglobulin E detection by enzymelinked immunosorbent assay in cases of acquired and congenital toxoplasmosis. J Clin Microbiol 41:1681-1686
159. Saad R,Vincent JF, Cimon B, et al. (1996) Pulmonary toxoplasmosis after allogeneic bone marrow transplantation: case report and review. Bone Marrow Transplant 18:211-212
160. Van Knapen F, Panggabean SO (1982) Detection of toxoplasma antigen in tissues by means of enzymelinked immunosorbent assay (ELISA). Am J Clin Pathol 77:755-757
161. Frenkel JK, Piekarski G (1978) The demonstration of Toxoplasma and other organisms by immunotluorescence: a pitfall. (Editorial) J Infect Dis 138:265-266
162. Cinque P, Scarpellini P,Vago L, et al. (1997) Diagnosis of central nervous system complications in HIV-infected patients: cerebrospinal fluid analysis by the polymerase chain reaction. AIDS 11:1-17
163. Dupouy-Camet J, de Souza SL, Maslo C, et al. (1993) Detection of Toxoplasma gondii in venous blood from AIDS patients by polymerase chain reaction.J Clin Microbiol 31:1866-1869
164. Costa JM, Pautas C, Ernault P, et al. (2000) Realtime PCR for diagnosis and follow up of Toxoplasma reactivation after allogeneic stem cell transplantation using fluorescence resonance energy transfer hybridization probes. J Clin Microbiol 38:2929-2932
165. Remington JS, Thulliez P, Montoya JG (2004) Recent developments for diagnosis of toxoplasmosis. J Clin Microbiol 42:941-945
166. Ajzenberg D, Dum&re A, Dardd ML (2005) Multiplex PCR for typing strains of Toxoplasma gondii. J Clin Microbiol 43:1940-1943
167. Calderaro A, Piccolo G, Gorrini C, et al. (2006) Comparison between two realtime PCR assays and a nested-PCR for the detection of Toxoplasma gondii. Acta Biomed 77:75-80
168. Joss AW, Evans R, Mavin S, et al. (2008) Development of realtime PCR to detect Toxoplasma gondii and Borrelia burgdorferi infections In postai samples. J Clin Pathol 61:221-224
169. Goebel WS, Conway JH, Faught P, et al. (2007) Disseminated toxoplasmosis resulting in graft failure in a cord blood stem cell transplant recipient. Pediatr Blood Cancer 48:222-226
170. Pinlaor S, Leamviteevanich K, Pinlaor P, et al. (2000) Seroprevalence of specific total immunoglobulin (Ig) IgG and IgM antibodies to Toxoplasma gondii In blood donors from Loei Province, Northeast Thailand. Southeast Asian J Trop Med Public Health 31:123-127
171. Jacquier P, Nadal D, Zuber P, Eckert J (1995) The status of infection with Toxoplasma gondii in the Swiss population: contribution of a seroepidemiologic study from the Zurich canton. Schweiz Med Wochenschr Suppl 65:23S-28S
172. Levy JA (2007) HIV and the Pathogenesis of AIDS, 3rd edition. ASM - American Society of Microbiology, Washington
173. Assi MA, Rosenblatt JE, Marshall WF (2007) Donortransmitted toxoplasmosis in liver transplant recipients: a case report and literature review.Transpl Infect Dis 9:132-136
174. Leal FE, Cavazzana CL, de Andrade HF Jr, et al. (2007) Toxoplasma gondii pneumonia in immunocompetent subjects: case report and review. Clin Infect Dis 44:e62-e66
175. Cibickova L, Horacek J, Prasil P, et al. (2007) Cerebral toxoplasmosis in an allogeneic peripheral stem cell transplant recipient: case report and review of literature.Transplant Infect Dis 9:332-335
176. Siegel SE, Lunde MN, Gelderman AH, et al. (1971) Transmission of toxoplasmosis by leukocyte transfusion. Blood 37:388-394
177. Ryning FW, McLeod R, Maddox JC, et al. (1979) Probable transmission of Toxoplasma gondii by organ transplantation. Ann Intern Med 90:47-49
178. Martino R, Bretagne S, Rovira M, et al. (2000) Toxoplasmosis after hematopoietic stem cell transplantation: Report of a 5-year survey from the Infectious Diseases Working Party of the European Group for Blood and Marrow Transplantation. Bone Marrow Transplant 25: 1111-1114
179. Dubey J, Kotula A, Sharar A, et al. (1990) Effect of high temperature on Infectivity of Toxoplasma gondii tissue cysts in pork. J Parasitol 76:201-204

ENDE